Anestesia y analgesia de pequeños mamíferos

La anestesia de los pequeños mamíferos es todo un desafío y a menudo más difícil que el propio diagnóstico o procedimiento quirúrgico. Dado el tamaño pequeño de estos pacientes, frecuentemente se requiere anestesia o sedación para los procedimientos diagnósticos o tratamientos más simples, incluyendo el posicionamiento radiográfico, obtención de muestras de sangre, examen físico, etc. No hay un protocolo de anestesia perfecto, ya que hay demasiadas especies de tamaños muy diferentes y respuestas variables a la gran cantidad de fármacos disponibles para la anestesia. Estos animales presentan características anatómicas y fisiológicas específicas que influirán en el uso de los fármacos y el resultado de la anestesia. Muchas de las dosis publicadas tienen poca investigación científica que justifique su uso, y la mayoría de las publicaciones son anecdóticas. Además, las dosis utilizadas en investigación varían enormemente de las que se utilizan en mascotas sanas o enfermas. Las dosis propuestas en este artículo son más bajas que las que se recomiendan en otros formularios pero están basadas en nuestra experiencia en la Universidad de Cornell.

El efecto del tamaño

Los pacientes más pequeños tienen tasas metabólicas mayores y, por tanto, el tiempo resulta un factor crítico durante la anestesia. Un procedimiento de una hora de duración en un ratón conlleva el mismo coste metabólico que un procedimiento de 6 horas en un gato doméstico. Las complicaciones aparecen más rápidamente y el tiempo de intervención es menor. Las menores reservas de glicógeno los predisponen a presentar hipoglucemia. Hay un incremento de la ventilación alveolar y una absorción más rápida de los anestésicos inhalatorios. El metabolismo y excreción de fármacos parenterales es más elevado y los fármacos inyectables tienen una acción más corta. Su alta tasa de consumo de oxígeno se refleja en una menor tolerancia a la hipoxia; se pueden producir daños irreversibles en el SNC en menos de 30 segundos de parada respiratoria en estos animales.

La mayoría de los pequeños mamíferos (exceptuando los hurones) se consideran especies presa y responden al estrés y al dolor con shock.

La hipotermia es quizás la complicación más común de la anestesia general. Las pérdidas de calor pueden ocurrir por conducción al ambiente más frío o a las superficies frías, significando en 15% de pérdidas de calor corporal. Las pérdidas de calor radiante (convección) a objetos más fríos en el entorno suponen el 60% de pérdidas de calor, y las pérdidas por evaporación suponen el 22%. La conservación agresiva del calor tiene una importancia primordial. Situar al animal en una superficie cálida como una almohadilla calefactora en la mesa de quirófano preserva mínimamente el calor corporal. Cubrir el máximo de superficie corporal hará más lentas las pérdidas de calor.

El volumen de sangre oscila entre 50 - 78 ml/kg, dependiendo de la especie. Sin embargo, con una tasa metabólica mayor, existe una menor tolerancia a la hemorragia e incluso pequeñas pérdidas de sangre pueden resultar significativas en estas especies; una hemostasia rigurosa es crítica durante cualquier proceso que pueda conllevar sangrado. Los pequeños mamíferos tienen proporcionalmente un menor volumen total de sangre y, por tanto, un menor margen de seguridad para la pérdida de sangre que los mamíferos más grandes. Por ejemplo, un ml de sangre perdida en una rata de 250 g representa el 6% de su volumen total de sangre mientras que un ml de sangre perdida en un ratón de 30 g representa el 43% de su volumen total de sangre. Las pérdidas de sangre pueden estimarse controlando el número de gasas parcial o totalmente saturadas o de hisopos utilizados para retirar la sangre o los fluidos del campo quirúrgico. La gasa media de 4x4 tiene una capacidad de aproximadamente 7 ml de fluido mientras que un hisopo medio tiene una capacidad de 0.17 ml; hacer recuento de las gasas e hisopos saturados es un método grosero pero efectivo para estimar las pérdidas de fluidos.

El pequeño diámetro de las vías respiratorias de muchos de los pequeños mamíferos imposibilita la intubación endotraqueal rutinaria. Se puede disponer de tubos especiales y fuentes de luz. La intubación también puede complicarse por características anatómicas como una arcada dental estrecha como en la mayoría de las especies, y la presencia del ostium palatino en los cobayos y chinchillas. Estas pequeñas vías respiratorias se obstruyen con facilidad por edema o secreciones.

En conejos, se pueden administrar inyecciones intramusculares en los músculos epaxiales de la columna, que son fáciles de acceder cuando el animal se encuentra inmovilizado. Los músculos del muslo (cuadriceps o semimembranoso) también se pueden utilizar, pero esta técnica resulta en un esfuerzo excesivo. Un volumen aproximado de 0.1-0.2 ml/kg se puede administrar por sitio de inyección. Los músculos semimembranoso o cuadriceps se utilizan de rutina en las inyecciones IM en el resto de pequeños mamíferos.

La inyección de productos irritantes como la ketamina, producen diferentes grados de daño tisular. La manifestación clínica de esta irritación puede o no ser visible. Se han descrito claudicaciones, automutilación o lesiones cutáneas.

Dadas las enormes diferencias en tamaños y especies, las dosis de los fármacos deberían calcularse en base al tamaño metabólico y no al peso corporal.

La escala alomética es la relación aritmética de la función biológica con la masa corporal. Como éste está basado en la masa corporal, se deben obtener registros precisos del peso corporal entre 0.5 - 1g. Los cálculos alométricos permiten determinar las necesidades calóricas del paciente, estimar variables fisiológicas (por ejemplo, frecuencias cardiaca y respiratoria normales), y extrapolar tratamientos de una especie a otra.

Ejemplos de cálculos para determinar dosis basándose en fórmulas alométricas

Para calcular la dosis de butorfanol en una rata de 200 gramos (0,2 kg), primero se debe calcular la dosis para una especie doméstica conocida. En perros, el butorfanol se administra a una dosis de 0.2 - 0.4 mg/kg. Para un perro de 10 kg, la dosis total es 2 - 4 mg. Este perro de 10 kg tiene una tasa metabólica basal de 321 kcal/día [MEC (kcal/día)= K(Pkg 0.75); MEC= (57.2)(10 0.75)= 321 kcal/día]. Para determinar la dosis MEC, la dosis total de butorfanol se divide por el MEC del perro (321 kcal/día): 2 - 4 mg/321 kcal y la dosis MEC se expresa como mg/kcal; en este ejemplo, la dosis MEC es 0.006 - 0.012 mg/kcal [2 - 4 mg/321 kcal= 0.006 - 0.012 mg/kcal]. Esta dosis es "universal" para todas las especies y las dosis se pueden extrapolar para individuos específicos cuando se calcula el MEC correspondiente. La rata de 200 g tiene una tasa metabólica basal de 21 kcal/día, por tanto la dosis de butorfanol para esta rata cuando se calcula en base al MEC, es 0.126 - 0.26 mg/rata. Cuando esta dosis se convierte a mg/kg, el resultado es 0.63 - 1.3 mg/kg, por tanto más alta que la dosis recomendada para perros (0.2 - 0.4 mg/kg), pero que está ajustada a la tasa metabólica mayor de esta rata.

Preparación preanestésica

Idealmente, todos los pacientes se deberían estabilizar antes de anestesiarlos. Sin embargo, el acceso vascular puede ser muy complicado, pero incluso en pacientes difíciles de cateterizar, la cateterización intraósea es posible (Fig. 1a y Fig. 1b). La cateterización intraósea se realiza en animales anestesiados, o con anestesia local en animales moribundos. La región de la cadera y base de la cola se rasuran y se preparan de forma aséptica. Usando guantes estériles, el clínico palpa el trocánter mayor (algunos autores han descrito la aproximación por la fosa intertrocantérica). Una aguja espinal de tamaño 22 y 1 - 1.5 pulgadas se inserta en el fémur mediante un ligero movimiento rotacional de la aguja (en su eje más largo). La aguja se debe mantener paralela al eje largo del fémur para evitar la salida accidental a través de la corteza del hueso. Una vez que la aguja está en su sitio, se retira el estilete y se inyectan lentamente 0.5 - 1 ml de solución salina estéril. Si se edematizan los tejidos circundantes, la aguja ha atravesado la corteza distalmente y se debería retirar o reposicionar. Dos radiografías que muestren vistas ortogonales del fémur confirmarán la correcta posición de la aguja. Un tapón de aguja o un equipo de infusión se pueden entonces conectar directamente a la aguja.

Se debe aplicar una pomada antibiótica y un vendaje ligero.

Figura 1a. Cateterización intraósea en un hurón (mirar texto para detalles).

Figura 1b. Cateterización intraósea en un hurón (mirar texto para detalles).

La preparación preanestésica variará en función de si la anestesia es para un procedimiento de emergencia o de rutina. Sin embargo, incluso en una situación de emergencia, se recomienda obtener la máxima cantidad de información antes de anestesiar al animal.

Antes de inducir la anestesia general se debería realizar una anamnesis y un examen físico concienzudos. Se debería enfatizar la exploración del tracto respiratorio por dos razones: la mayoría de pequeños mamíferos son respiradores nasales obligados (roedores, lagomorfos), y las infecciones del tracto respiratorio superior son comunes. Asegurar la funcionalidad de ambas narinas es esencial y se puede conseguir poniendo un pequeño espejo o un especulo dental delante de cada narina para comprobar que se empaña. Los hurones en estado crítico a menudo presentarán una función cardiovascular pobre.

Una medición precisa del peso corporal es obligatoria, y si fuera posible, deberían obtenerse los datos de laboratorio básicos. Sin embargo, la obtención de una muestra de sangre puede que no sea posible sino hasta después de anestesiar al animal. Los datos mínimos incluyen hematocrito, proteínas totales, urea, glucosa y urinálisis. El uso de sedantes y analgésicos se recomienda encarecidamente para evitar los riesgos asociados al estrés y al dolor. La seguridad tanto del animal como de quien lo manipula durante el procedimiento, también se debe tener en cuenta al establecer el protocolo anestésico.

El uso de viruta de cedro como substrato es controvertido. Los aceites de esa madera pueden inducir la actividad enzimática microsomal del hígado, pudiendo afectar de forma significativa al metabolismo de los fármacos.

Ayuno preanestésico

Las ventajas y desventajas del ayuno deberían considerarse en cada paciente. El ayuno ha sido defendido para reducir el volumen del contenido del tracto gastrointestinal que puede comprimir de forma mecánica el diafragma y los pulmones, resultando un problema importante en conejos de razas grandes y en animales obesos. El ayuno parece reducir (pero no eliminar) la regurgitación en cobayos. Sin embargo, el ayuno agota las reservas de glicógeno produciendo hipoglucemia y además puede contribuir de forma significativa al íleo perianestésico, especialmente en conejos y cobayos.

El ayuno está contraindicado en animales con anorexia crónica, aquellos que padezcan de insulinoma como los hurones, disfunción hepática, o en la fase final de la gestación. Las recomendaciones actuales para el ayuno varían entre 0 y 4 horas antes de la anestesia.

Premedicación

La premedicación de los pequeños mamíferos es recomendable. Los sedantes y tranquilizantes reducen la ansiedad, reducen el CAM (concentración alveolar mínima), y proporcionan una inducción y recuperación suaves. Igual que con los mamíferos domésticos, se debería administrar analgesia preoperatoria.

Parasimpaticolíticos

Los fármacos anticolinérgicos reducen las secreciones salivares y respiratorias. Sin embargo pueden densificar las secreciones y provocar obstrucción de vías aéreas. Estos fármacos se usan para tratar las bradiarritmias mediadas por el vago. Los conejos poseen atropinesterasas circulantes y, por lo tanto, requieren dosis más altas de atropina, por lo que se incrementa el riesgo de intoxicación; una alternativa mejor es el uso de glicopirrolato.

Fenotiacinas

La acepromacina y otros fármacos relacionados no se usan de rutina en pequeños mamíferos. Estos fármacos bloquean los receptores alfa1 adrenérgicos produciendo vasodilatación e hipotensión. También se han asociado a una prolongación en la recuperación anestésica. El efecto máximo aparece 30-45 minutos después de la inyección. La acepromacina sólo se debería utilizar en animales sanos.

Benzodiacepinas

El diacepam y el midazolam son ansiolíticos, sedantes, anticonvulsivantes y relajantes musculares de acción central; provocan efectos cardiovasculares mínimos y son coadyuvantes útiles en las combinaciones de fármacos utilizados para la inducción. El diacepam puede administrarse por vía oral (PO) o intravenosa (IV), pero si se usa IV, los pacientes deben monitorearse por la hipotensión que el propilenglicol que contiene el diacepam pueda inducir; la absorción intramuscular de diacepam es errática por el mismo propilenglicol. El midazolam es hidrosoluble y puede administrarse IM, IV o PO.

Agonistas alfa-2 adrenérgicos

Estos hipnóticos-sedantes a menudo se usan en combinación con ketamina por sus propiedades analgésicas y relajantes musculares y por sus efectos sedantes. Prolongan la anestesia si no se revierte su efecto. A menudo producen bradicardia y depresión respiratoria. Estos efectos se pueden antagonizar usando dosis parciales (10 - 20%) de atipamazol, sin que ello suponga revertir los efectos analgésicos y anestésicos. Los agonistas alfa-2, por orden ascendente de potencia, son xylacina, detomidina y medetomidina.

Analgesia preoperatoria

La analgesia se debería considerar en cualquier procedimiento doloroso, pudiéndose utilizar analgésicos opioides y antiinflamatorios no esteroideos. También se pueden usar bloqueos locales y ketamina a dosis bajas. Estos fármacos se pueden utilizar por si solos o combinados. La analgesia preoperatoria es la más beneficiosa. Los opioides a menudo se utilizan como preanestésicos o para potenciar la sedación y proporcionar analgesia.

Anestesia general

Agentes anestésicos inyectables

Hay numerosos fármacos que se pueden administrar por vía IV, IM, SC IP o intraósea (IO) y que inducirán la anestesia o una sedación profunda. El agente anestésico ideal debería tener un amplio índice terapéutico, un rápido inicio de acción y una corta duración; debería ser seguro para los sistemas cardiovascular y respiratorio e, idealmente, debería ser reversible. En realidad, no existe ningún fármaco con estas características y cada especie reacciona de forma diferente a los fármacos utilizados en la anestesia.

Después de la premedicación, la anestesia se puede inducir con ketamina (en combinación con una benzodiacepina, opioide o agonista alfa-2 adrenérgico), Telazol (Zoletil) (tiletamina + zolacepam), o propofol (sólo IO o IV). Estos fármacos son efectivos para procedimientos cortos. El Telazol (Zoletil) es más potente que las combinaciones de ketamina y otras benzodiacepinas como el midazolam, y puede causar recuperaciones lentas. Tanto la ketamina como el Telazol (Zoletil®) pueden resultar irritantes y conducir a automutilación o shock por dolor. En conejos, las dosis altas (32 o 64 mg/kg) de Telazol (Zoletil) producen necrosis tubular renal a los 7 días pos-inyección, y dosis tan bajas como 7.5 mg/kg producen nefrosis; el uso de Telazol (Zoletil) en conejos no se recomienda. También hay diferencias específicas en la velocidad con que tiletamina y el zolazepam se metabolizan.

El propofol es un fármaco anestésico de acción rápida, no acumulativo para uso intravenoso (o intraóseo) exclusivo. Provoca una depresión cardiopulmonar dosis-dependiente que puede conducir a apnea e hipotensión. Su uso como agente único produce una analgesia inadecuada.

Agentes anestésicos inhalatorios

Los agentes anestésicos inhalatorios, como el isofluorano, son versátiles y relativamente seguros para su uso en todas las especies. Producen una inducción, cambios en la profundidad anestésica y recuperación anestésica rápidas. La finalización de sus efectos puede obtenerse casi de forma inmediata. Se pueden utilizar solos o después de la premedicación o inducción con agentes parenterales. Requieren el uso de vaporizadores de precisión y el espacio que ocupa el equipo puede complicar el acceso al paciente. La inducción con agentes inhalatorios puede conseguirse colocando al paciente en una cámara de inducción o mascarilla. Una fase de excitación involuntaria (observada en conejos y hurones) puede preceder a la inducción. El mantenimiento de la anestesia se puede realizar tras la intubación endotraqueal o mediante la administración del agente por mascarilla.

Lagomorfos

Los desafíos

El estrés es el factor más importante a contrarrestar durante el período pre y pos-anestésico. Además, los conejos tienen una cavidad torácica pequeña que se puede comprimir fácilmente por la dilatación de las vísceras abdominales (acumulación de gas por cualquier causa) o por un posicionamiento inadecuado (Ver Fig. 2).

Al menos dos condiciones que pueden afectar significativamente el resultado de la anestesia se identifican de rutina. Los conejos pueden tener infecciones del tracto respiratorio superior (pasteurelosis) subclínicas o manifiestas. Estos animales tienen una función respiratoria comprometida que puede llevar a un pobre intercambio gaseoso durante la anestesia, incapacidad para respirar y muerte. La función renal puede verse comprometida por la infección (subclínica) con el microsporidio Encephalitozoon cuniculi. Estos animales a menudo se recuperan bien de la anestesia pero se presentan algunos días después con insuficiencia renal. El análisis de sangre preanestésico de rutina permite detectar esta condición; cuando se detecta, los procedimientos electivos se pueden posponer hasta que el animal se ha estabilizado.

La intubación es un procedimiento difícil pero no imposible. Sin embargo, los intentos repetidos y el traumatismo laríngeo resultante durante estos intentos a menudo provocan inflamación y obstrucción respiratoria durante el período perianestésico.

Figura 2a. Los conejos tienen una cavidad torácica pequeña que puede comprimirse fácilmente por la dilatación de las vísceras abdominales (acumulo de gas de cualquier origen) o por un posicionamiento inadecuado. En la radiografía A, el conejo está en decúbito lateral con el cuerpo extendido.

Figura 2b. Los conejos tienen una cavidad torácica pequeña que puede comprimirse fácilmente por la dilatación de las vísceras abdominales (acumulo de gas de cualquier origen) o por un posicionamiento inadecuado. En la radiografía B el cuerpo del conejo se ha enroscado. Nótese como el contenido abdominal invade la cavidad torácica.

Si la sujeción es inadecuada pueden producirse lesiones autoinfligidas, y la complicación más frecuente es la fractura de la columna vertebral lumbar. Como al menos el 50% de los conejos poseen atropinesterasas circulantes, la atropina produce efectos variables y se recomienda usar glicopirrolato si se necesita utilizar un anticolinérgico.

Premedicación

Entre los protocolos para conejos sanos se incluyen las siguientes combinaciones:

1. Ketamina (5 mg/kg), midazolam (0.5 - 1 mg/kg), butorfanol (0.2 - 0.5 mg/kg), y glicopirrolato (0.01 mg/kg), todos administrados IM.
2. Midazolam (0.5 mg/kg), butorfanol (0.2 - 0.5 mg/kg) y glicopirrolato (0.01 mg/kg), todos administrados IM.

La inducción se consigue entonces con la administración de isofluorano con oxígeno mediante mascarilla. Es importante mantener el área de inducción tranquila y las luces tenues. Dependiendo del tamaño y condición del animal, la anestesia general se mantiene con mascarilla o se intenta la intubación endotraqueal. Se coloca un catéter intravenoso y se aplica el equipo de monitorización tan pronto como la inducción se ha completado.

Técnicas de intubación y protocolos anestésicos

Se han descrito diversas técnicas, el éxito de las cuales depende de la experiencia del clínico. Es importante recordar que los conejos son respiradotes nasales obligados y que la permeabilidad de las dos narinas se debe comprobar, especialmente después de la extubación y si el animal ha estado en decúbito dorsal. Las complicaciones descritas incluyen obstrucción pos-extubación y parada respiratoria. Hay varias técnicas para intubar: la tradicional visualización directa de la glotis con un laringoscopio; la intubación a ciegas con el cuello en extensión; la intubación guiada, y la intubación nasal. Un factor que aumenta las posibilidades de intubar exitosamente a un conejo es tenerlo en el plano de anestesia antes de cualquier intento de intubación. El uso de anestésicos tópicos como la lidocaínaen la glotis también reduce la incidencia de laringoespasmo.

La anestesia general se puede mantener utilizando un agente anestésico inhalatorio administrado a través del tubo endotraqueal o por mascarilla.

Cobayos y chinchillas

Los desafíos

Los cobayos se asustan fácilmente y tienen predisposición a las complicaciones relacionadas con el estrés; almacenan comida o papel masticado en las mejillas, los cuales pueden obstruir la glotis si se desprenden. Los cobayos a menudo regurgitan durante la inducción y la monitorización de una vía aérea patente es importante. También producen grandes cantidades de secreciones bronquiales que pueden obstruir parcialmente los bronquios o la tráquea. La falta de venas periféricas accesibles hace que el acceso IV sea complicado en una emergencia. La deficiencia subclínica de vitamina C y las enfermedades concomitantes también son problemas potenciales que pueden complicar la anestesia.

La intubación es difícil y complicada por la fusión del paladar blando a la base de la lengua, creando sólo una pequeña obertura llamada el ostium palatino, un hecho anatómico común a cobayos y chinchillas (Fig. 3 & Fig. 4). Este tejido es vascular, frágil, y sangra si se traumatiza. En ausencia de intubación, la anestesia inhalatoria se puede mantener con una mascarilla (Fig. 5).

Figura 3. Uso de un especulo para mantener la boca abierta durante la intubación de un cobayo. Nótese los pilares del ostium palatino en la parte posterior de la cavidad oral.

Figura 4. Una arcada dental estrecha, un abultamiento en la base de la lengua, el agudo ángulo orotraqueal y unos incisivos largos hacen que estos animales sean difíciles de intubar.

Figura 5. Mantenimiento de la anestesia inhalatoria mediante mascarilla en un cobayo. Nótese el catéter en la vena cefálica en el aspecto lateral de la extremidad anterior izquierda.

Protocolo anestésico

La combinación que nosotros solemos utilizar para premedicar cobayos es glicopirrolato (0.01mg/kg), butorfanol (0.2 - 0.5 mg/kg) y midazolam (0.5 - 1 mg/kg), todos por vía IM. La inducción y el mantenimiento se consiguen con isofluorano en oxígeno administrado por mascarilla. Es importante monitorizar los signos de obstrucción de vías respiratorias altas durante todo el procedimiento; un estetoscopio no es un aparato muy sofisticado, pero es un instrumento efectivo en la monitorización de las vías aéreas y los pulmones, especialmente cuando tiene un cabezal pediátrico. En cobayos, un catéter intravenoso se puede colocar en la vena cefálica, que se localiza en el aspecto lateral del antebrazo (Fig. 5).

Pequeños roedores

Los desafíos

Dado su pequeño tamaño, la preparación preanestésica de estos animales puede ser difícil, si no imposible. Los procedimientos de rutina son raros y a menudo tenemos un animal comprometido y de alto riesgo para anestesiar. El acceso IV periférico raramente está disponible y la intubación es muy difícil. Sus pequeñas masas musculares se deben tener en cuenta a la hora de administrar volúmenes proporcionalmente grandes de fármacos; los fármacos irritantes, como aquellos con un pH bajo o que incluyen un agente solubilizador irritante, a menudo provocan automutilación. El dolor y el miedo pueden provocar agresiones y otros comportamientos defensivos. Dada su pequeña masa corporal, desarrollan hipotermia rápidamente bajo anestesia.

Protocolo anestésico

La premedicación puede incluir el uso de midazolam, butorfanol y glicopirrolato solos o en combinación. Para procedimientos cortos en animales sanos se puede anestesiar con mascarilla e isofluorano sin premedicación (puede ser más estresante). La anestesia se mantiene con isofluorano administrado con mascarilla o tras la intubación endotraqueal en las especies más grandes.

Hurones

Los desafíos

Los hurones a menudo se presentan con enfermedades subclínicas graves como el insulinoma, hiperadrenocorticismo, ingestión de cuerpos extraños, etc. La estabilización de los pacientes antes de la anestesia es muy importante. El ayuno prolongado o la enfermedad concurrente pueden resultar en hipoglucemia. Por su reducido tamaño, la hipotermia también es una complicación común que se debe prevenir o corregir de forma agresiva.

Aunque tienen venas periféricas pequeñas, la cateterización de las venas cefálica, safena o yugular es relativamente fácil y debería intentarse. La hipotensión es frecuente en hurones bajo anestesia general; ésta resulta de una pobre función cardiovascular (preanestesia), compresión de la vena cava por las vísceras cuando el animal está en decúbito dorsal y/o por el efecto directo de los fármacos. En nuestra experiencia el uso de dopamina para mantener la presión sanguínea durante la anestesia ha resultado en daño renal irreversible (observación personal). No hay estudios publicados para respaldar nuestra observación, pero los clínicos deberían estar al corriente de este posible efecto secundario.

Los hurones son sensibles a los efectos sedantes del butorfanol y se recomiendan las dosis que se utilizan en animales domésticos: 0.05 - 0.1 mg/kg, raramente 0.2 mg/kg.

Protocolo anestésico

Para evitar la hipoglucemia, los hurones sanos no deberían ayunar más de 4 - 6 horas. Los hurones con insulinoma pueden recibir alimento hasta 2-3 horas antes de la cirugía.

La glucosa se debería monitorizar cada 30 - 60 minutos mientras el animal está bajo anestesia y frecuentemente durante la recuperación. El glicopirrolato (0.01 mg/kg) y butorfanol (0.05 - 0.1 mg/kg) combinados con midazolam (0.4 mg/kg) o diacepam (0.4 mg/kg) son una buena opción para la premedicación. El animal entonces se puede anestesiar con isofluorano en oxígeno mediante mascarilla, intubar y mantener con agentes anestésicos inhalatorios. Para procedimientos cortos, los animales sanos pueden inducirse con una combinación de ketamina (15 - 20 mg/kg) y midazolam (0.4 mg/kg), ambos administrados IM; el diacepam puede ser sustituido por midazolam. Esta combinación permite la realización de procedimientos quirúrgicos cortos (10 - 20 minutos) y, si fuera necesario, prolongarse con agentes inhalatorios. La recuperación completa se produce en 2 - 3 horas.

Marsupiales e insectívoros

Los desafíos

Los petauros y los erizos pueden requerir anestesia para realizar una simple exploración o una radiografía. Su pequeño tamaño, incluyendo vías respiratorias pequeñas y acceso limitado a venas periféricas, limitan nuestra capacidad para proporcionar soporte vital durante la anestesia. Como ocurre en otros mamíferos, estos animales tienen tendencia a desarrollar hipotermia.

Protocolo anestésico

Los petauros y erizos a menudo se anestesian con mascarilla sin premedicación. La combinación de midazolam, butorfanol y glicopirrolato reducen el estrés de la inducción y disminuyen la Concentración Alveolar Mínima (CAM) del agente inhalatorio. Estos animales tienen masas musculares pequeñas y sólo deberían recibir pequeños volúmenes por vía IM. La anestesia se puede mantener por mascarilla o, si fuera posible, tras la intubación endotraqueal.

Monitorización/ Instrumental

Una vez el animal se ha anestesiado y se han lubricado sus ojos, se debería colocar un catéter intravenoso siempre y cuando sea posible. De forma alternativa, un catéter intraóseo colocado en el fémur proporcionará acceso al sistema vascular central. Dado que la cantidad de fluidos a administrar es relativamente pequeña, una bomba de infusión o de jeringa debería utilizarse para administrar volúmenes precisos de las soluciones. Si se ha colocado un catéter, la terapia de fluidos debería instaurarse a una velocidad de 10 ml/kg/h IV o IO. Alternativamente, la administración preanestésica de un bolo de 30 ml/kg de fluidos por vía subcutánea permitirá la precarga de fluidos previa a una pérdida de sangre potencial.

Un monitor de flujo Doppler (Fig. 6) con la sonda fijada sobre el aspecto medial del codo permite la monitorización continua del flujo sanguíneo pulsátil en una arteria periférica, y de la frecuencia cardiaca y una estimación de la presión arterial si se utiliza en combinación con un manguito y un esfingomanómetro. La temperatura se debería registrar regularmente incluso antes de que el animal se prepare y se ejecute la cirugía. Un electrocardiógrafo puede proporcionar información útil si queda espacio en el paciente para colocarlo o si no se dispone de un Doppler. La medida de la saturación de oxígeno en la hemoglobina se puede obtener mediante un pulsioxímetro. Aunque es un tema controvertido, este instrumento puede tener una utilidad limitada ya que las sondas son difíciles de estabilizar en estos pequeños pacientes, y esta técnica no se ha validado para estas especies. La monitorización activa y la detección temprana de complicaciones y su resolución son las claves de una anestesia exitosa.

Figura 6. Monitor Doppler fabricado por Parks Medical Electronics (www.parksmed.com/products/?page=3.php). Esta unidad es la serie 811 comúnmente utilizada en medicina veterinaria

Se deberían monitorizar las siguientes variables:

1. Sistema cardiovascular:

• Frecuencia y ritmo cardíacos - Doppler, ECG
• Presión sanguínea - Doppler
• Color de las mucosas y tiempo de llenado capilar - inspección visual
• Pérdidas de sangre - Estimación visual y medida (gasas, hisopos)

2. Sistema respiratorio:

• Frecuencia y ritmo respiratorios - inspección visual
• Volumen tidal (estimación) - inspección visual
• Obstrucción de vías respiratorias - inspección visual de los movimientos del pecho y de la pared abdominal; uso del estetoscopio

3. Temperatura corporal - Sonda térmica (thermistor) insertada en el esófago
4. Profundidad de la anestesia - Todas las variables posibles; si los resultados son contradictorios, resulta más seguro reducir el plano de anestesia que profundizarlo.

Recuperación

Unos buenos cuidados posoperatorios requieren la monitorización frecuente y cuidadosa del animal. El paciente debería situarse en una jaula caliente, tranquila, acolchada y a prueba de fugas. La suplementación con oxígeno debe realizarse cuando sea necesaria. Un plan anestésico debe implementarse y continuarse durante la recuperación tanto como sea necesario. Los animales que se recuperan de la anestesia deberían mantenerse separados de su(s) compañero(s) de jaula hasta su completa recuperación.

Complicaciones

No es infrecuente acortar un procedimiento porque la condición de un animal sea deficiente o porque no se encuentre estable durante la anestesia. Sin embargo, el uso de una premedicación adecuada, la reducción del estrés preanestésico y la monitorización estrecha del paciente reducirán el riesgo de que aparezcan complicaciones durante la anestesia. La hipotermia, sobredosis de anestésicos, colapso cardiovascular, depresión respiratoria, traumatismos laríngeos u obstrucción de vías aéreas, excitación preanestésica e hipoglucemia son complicaciones comunes.

Analgesia

La inmovilidad causada por un dolor no aliviado no es aceptable éticamente. Un animal con dolor tendrá una recuperación posquirúrgica prolongada, disminución del consumo de agua y comida, cicatrización retardada, y puede entrar en shock y morir. La expresión clínica del dolor varía según las especies. Reconocer el dolor en los pequeños mamíferos requiere conocer su comportamiento normal, que entonces se puede compara a su comportamiento posoperatorio. Cambios sutiles en el nivel de actividad y cambios en la posición del cuerpo pueden ser los únicos indicios de que el animal está experimentando una incomodidad significativa. La vocalización es infrecuente pero posible, mientras que el bruxismo y la hipersalivación se observan de forma más frecuente. La disminución del apetito o la falta de acicalamiento también se pueden observar.

Las opciones para analgesia incluyen:

1. Agentes antiinflamatorios no esteroideos

1. Ketoprofeno (1.5 mg/kg SID IM)
2. Carprofeno (1.5 mg/kg BID IM)

2. Opiáceos

1. Buprenorfina (0.02 - 0.03 mg/kg SQ o IM)
2. Butorfanol (0.2 - 0.5 mg/kg SQ o IM)

3. Analgésicos locales (lidocaína; bupivacaína para una analgesia más prolongada, de hasta 6 horas) se han utilizado para bloqueos nerviosos. Dado el pequeño tamaño de los pacientes, la dosis máxima total debería calcularse y no sobrepasarse (por ejemplo, 1 - 2 mg/kg de lidocaína). Cualquiera que sea la dosis, puede que necesite ser diluida hasta obtener un volumen más adecuado para estos pequeños animales.

Posibles fuentes de equipamiento

Braintree Scientific Inc. MA 02185-0929, USA
www.braintreesci.com/Products/default.asp

Hallowell Engineering and Manufacturing Corporation, MA 01201, USA
www.hallowell.com