Control del dolor en animales para consumo

Las actuales tendencias concernientes al bienestar animal han incrementado la importancia del manejo del dolor en animales para consumo. Aun los mínimos procedimientos quirúrgicos en ganado son ahora realizados usando una combinación de anestesia regional, local o general combinada con una analgesia post quirúrgica interrumpida. Los cambios en la actitud hacia el sufrimiento animal han requerido de un entendimiento de la modulación del dolor por parte de los veterinarios de grandes animales, y del consentimiento de los propietarios para incurrir en costos extra a fin de proporcionar confort a los animales. El dolor es una percepción que consta de una nocicepción inicial seguida por una fase emocional más lenta pero integrada. La nocicepción es el reconocimiento neural de un estimulo físico o químico potencialmente dañino. La respuesta al dolor ocurre únicamente después del procesamiento a nivel central y de la inducción de un resultado emocional al estímulo nociceptivo. La corteza cerebral, el tálamo y el sistema límbico están involucrados en el procesamiento del dolor, de esa forma las conductas específicas a estímulos dolorosos dependen de la especie, raza, temperamento y condiciones de crianza y levante [1,2]. Los estímulos dolorosos de largo término pueden desarrollar sensibilidad en algunos animales y tolerancia en otros. El dolor agudo que es procesado a nivel central puede ser reconocido en los animales por cambios de conducta que incluyen, mirada ausente, pérdida de la movilidad, favorecimiento o inmovilidad de un miembro afectado, alteración de los patrones de rechazo, vocalización, taquipnea, actividades motoras repetidas, perdida de la socialización, intentos repetidos de acostarse en decúbito lateral, inapetencia, y reducción en las conductas de acicalamiento. La importancia relativa de esos signos en reflejar el grado de dolor que es experimentado por un animal, es desconocida.

Neuroanatomía de las vías del dolor

Los nociceptores son terminaciones axonales en los tejidos periféricos con capacidad secretoria ante un estímulo doloroso. Los nociceptores se clasifican según su sensibilidad a un estimulo doloroso en particular. Los nociceptores térmicos y de presión, son activados por temperaturas extremas o por la aplicación de una fuerza extrema en los tejidos. Esos receptores son dendritas de neuronas Aδ cuyos axones cursan proximalmente a lo largo de los nervios espinales donde hacen sinapsis en la sustancia gris con neuronas nociceptivas específicas en el asta dorsal de la medula espinal. Las neuronas del asta dorsal están organizadas en láminas, las cuales están numeradas de 1 a 5 de dorsal a ventral. Los axones de las neuronas Aδ hacen sinapsis en la lámina I o en un amplio rango de neuronas entre las laminas III a V. Los axones provenientes de esas neuronas pos-sinápticas entran en la sustancia blanca de la porción dorsal y lateral de la medula espinal y ascienden sin hacer sinapsis hasta el cerebro a través del tracto espino-cervical. Otros axones ascienden a través de los tractos espino-talámicos que hacen sinapsis en las neuronas tálamo-corticales en la cara rostral del tallo encefálico [3]. Los axones post-sinápticos tálamo-corticales van a el cerebro donde los impulsos son interpretados como punzantes, dolor agudo o sensación de quemadura.

Los nociceptores polimodales

Los nociceptores polimodales son terminaciones de fibras tipo C no-mielínicas que son activadas por estímulos térmicos, de presión o mecánicos. Las dendritas de las fibras tipo C van desde sus terminaciones sensoriales hasta la raíz dorsal, donde entran en la columna dorsal gris de la medula espinal. Los axones de esas fibras hacen sinapsis en interneuronas que subyacen en la lamina II, las cuales, a su vez hacen sinapsis en una amplia y dinámica neurona en la lamina III. Los axones de la lámina III ascienden por la medula espinal hacia el tálamo donde hacen sinapsis. Debido a la relativamente lenta tasa de conducción y a la conexión sináptica extra, las señales provenientes de las fibras tipo-C llegan más tarde que los de las fibras Aδ y el cerebro interpreta este patrón como una sensación obtusa, dolorosa o pulsátil que es denominada "dolor profundo".

Los nociceptores silentes

Los nociceptores silentes son neuronas sensitivas de alto umbral ubicadas en las vísceras. Debido al alto umbral de despolarización, estas neuronas son silentes a menos que sean sujetas a una severa deformación. Los axones de los nociceptores silentes hacen sinapsis con las mismas neuronas de rango amplio y dinámico del asta dorsal como lo hacen las neuronas aferentes somáticas generales que van desde el tronco y el cuerpo apendicular. Los receptores silentes despolarizados estimulan neuronas comunes espinales y dan respuesta a las sensaciones de "dolor referido" porque ellas de una manera equivocada interpretan haber tenido un origen en los tejidos periféricos. Los pacientes humanos con "dolor referido" interpretan las molestias de enfermedades cardiacas o gastrointestinales como una sensación de dolor que se refleja en el brazo u hombro.

La inhibición e integración de las señales de dolor ocurren a lo largo de todo el sistema nervioso. La regulación periférica del dolor se lleva a cabo a través de diferentes mecanismos. La saturación de los receptores de dolor ("pain gating" en inglés) es un método básico para la regulación del dolor a nivel de la medula espinal. Los mecanismos de dolor por saturación (gating) incluyen los aferentes Aβ táctiles no-nociceptivos que hacen sinapsis en interneuronas inhibitorias de los tractos del dolor. Esta barrera de dolor es la explicación más probable para las propiedades analgésicas de un vendaje de presión, o el alivio temporal que se obtiene por sacudir o friccionar la mano o el dedo ante una injuria aguda.

La inflamación en la zona dendrítica disminuye los umbrales de despolarización de los nociceptores e incrementa las sensaciones dolorosas a estímulos que no serían normalmente considerados como nocivos. Las fibras C- y Aδ liberan la sustancia P la cual incrementa la tasa y la duración de las descargas celulares preganglionares. Estas son interpretadas por el cerebro como un dolor aumentado de larga duración. La sensación de dolor crónico puede estar en parte relacionada con esos mecanismos inflamatorios.

La transmisión de los impulsos dolorosos a través de la médula espinal es inhibida por los reflejos descendentes que se originan en las neuronas noradrenérgicas de la sustancia gris en el mesencéfalo periductal y el puente locus ceruleus [4,5]. Estas masas nucleares están bajo el control inhibitorio de neuronas del área preóptica medial del diencéfalo, corteza medial prefrontal, amígdala e hipotálamo ventro-lateral posterior, que contienen receptores para opioides, glutamato y N-metilo-D-aspartato (NMDA). Estos neurotransmisores están implicados en procesar y transmitir información de dolor desde la corteza somestésica. El estimulo o microinyección de opioides en estas áreas reducen el dolor y las actividades reflejas sin sensaciones de presión, humedad, contacto, frío y calor.

Cambios en los estados de dolor y mecanismos moleculares de las sensaciones de dolor

Las sensaciones incrementadas de dolor se clasifican como de alodinia e hiperalgesia. Los pacientes con alodinia sienten dolor cuando son tocados o movidos, mientras que los pacientes hiperalgésicos sienten dolor constante. La hiperalgesia se cree que es debida a la liberación de mediadores de inflamación en el sitio lesionado dentro de los cuales se incluyen: leucotrienos, prostaglandinas, sustancia P, histamina, serotonina, péptidos asociados al gen de la calcitonina y potasio. Estas moléculas inician la inflamación y reclutan otros nociceptores. Los animales hipersensitivos responden pobremente a la terapia analgésica, especialmente cuando el tratamiento es iniciado después de que el estímulo de dolor se ha iniciado [6]. Por ejemplo, ovejas con dolor crónico presentan una respuesta reducida al xilazina independientemente de tener un incremento en la densidad de adrenoreceptores α2 en las neuronas espinales sensoriales [7].

Drogas empleadas para el control del dolor en animales para consumo

Los tipos de drogas anti-nociceptivas que pueden ser administradas a animales de producción, incluyen opioides, agonistas α2 adrenérgicos, anti-inflamatorios no esteroides y anestésicos locales. Las acciones y usos clínicos de estos agentes se discuten a continuación.

Opioides

Los opioides naturales incluyen las encefalinas, los dinorfinas y las β endorfinas. Estas moléculas son sintetizadas en las neuronas de la medula espinal y de la medula adrenal en respuesta a una activación nociceptiva de receptores NMDA. El estímulo de los receptores NMDA inicia la activación de la c-fos proteína regulando en alta los genes que codifican las proencefalinas, dinorfina y meta-encefalina. Las encefalinas y otros opioides inhiben la transmisión del dolor al saturar la unión a los receptores de membrana que activan la proteína intramembranal Gi, la cual incrementa el AMP cíclico intracelular, e hiperpolariza la membrana celular al abrir los canales de K+ y cerrar los canales de Ca++ [3].

Los ligandos endógenos de los receptores opioides incluyen β endorfina, dinorfina y encefalina, las cuales son productos enzimáticos de protopolipéptidos comunes y que se unen a receptores μ, κ y δ respectivamente.

Los opioides son moléculas exógenas que se unen a receptores μ, κ y δ localizados en las membranas celulares neurales. Los agonistas se ligan a un receptor y producen un efecto celular que puede medirse. Los antagonistas se ligan a los receptores, pero no producen el efecto de hiperpolarización de la membrana. Los mecanismos de hiperpolarización de los opioides son similares a aquellos producidos por sus homólogos endógenos. La activación del receptor μ también resulta en una reducción de la sustancia P intraneuronal la cual reduce la inflamación en general y la transmisión neural del dolor [3].

La mayoría de los opioides usados en veterinaria pertenecen a los agonistas que son selectivos o parcialmente selectivos de los receptores μ. Estos incluyen morfina, meperidina, fentanil, oximorfona, metadona, buprenorfina y butorfanol [2]. Las drogas que se ligan a, y activan receptores κ son analgésicas pero también disfóricas. Las actividades analgésicas de los receptores κ son probablemente debidas a las actividades inhibitorias dentro de los tractos de dolor de la medula espinal. El butorfanol, una droga con afinidades μ y κ mixtas, ha sido aprobado para uso en animales y está comercialmente disponible. Debido a las reacciones adversas de conducta, los agonistas puros de receptores κ, no han sido desarrollados extensamente para uso clínico en veterinaria. La pentazocina, un agonista κ, ha sido utilizada para aliviar el dolor del cólico en caballos, sin embargo ya no está comercialmente disponible. Los agonistas de receptores δ son pobres analgésicos y actualmente no se utilizan para el tratamiento de grandes animales.

Efectos fisiológicos no-nociceptivos de receptores μ agonistas

Los opioides se ligan con neuronas simpáticas cardio-estimulantes en el tallo encefálico resultando en una respuesta atropínica de bradicardia. Animales que son tratados con altas dosis de opioides desarrollan hipoxemia debido al descenso en la respuesta al dióxido de carbono en la médula. Los centros de los cuerpos aórticos y carotídeo no son afectados por la activación de receptores μ. Una rápida infusión intravenosa de μ agonistas puede producir una hipotensión mediada periféricamente y taquicardia debida a la liberación de histamina. Los opioides son antitusivos debido al antagonismo κ y μ, pero hay poca asociación entre la actividad antitusiva y analgésica de un opioide [8].

Los opioides incrementan el vaciamiento gástrico así como tiempo del tránsito intestinal, y son por ello constipantes. La inyección intravenosa de morfina inhibe fuertemente las contracciones rumino-reticulares hasta por 20 minutos [9]. Los rumiantes que son tratados con altas dosis de opioides pueden exhibir taquicardia y algún grado de excitación, pero generalmente no presentan el caminar propulsivo o la actividad motora ansiosa que se ve en otras especies. Los opioides ejercen actividades anticolinérgicas, y han sido usados para el tratamiento sintomático de diarrea. Los rumiantes que son tratados repetidamente con opioides desarrollan tolerancia, lo cual requiere del incremento de las dosis usadas con el ánimo de lograr los niveles deseados de analgesia. La premedicación de un animal con un opioide en anticipación a un evento doloroso produce más analgesia que un efecto terapéutico con la misma droga y dosis después de que una sensación fuerte de dolor se ha desarrollado.

Efectos anti-nociceptivos de la morfina

La morfina tiene propiedades analgésicas pobres en los animales para consumo. No es claro si la poca eficacia es debida a un reducido número de receptores μ en el sistema nervioso central o a una deficiente deposición de la droga después de una inyección parenteral. La morfina debe ser administrada por vía parenteral en rumiantes ya que es inactivada por la microflora ruminal. Después de la inyección parenteral la morfina tiene un alto volumen de distribución, y un T1/2 que varia entre 1 y 2 horas. Las concentraciones analgésicas de morfina en plasma varían entre 10 y 30 ng/ml [10]. Un intervalo de 4 - 6 horas en el tratamiento es necesario para mantener concentraciones sanguíneas terapéuticas. Después de su absorción la morfina es rápidamente conjugada por el hígado al analgésico glucorónido. Aproximadamente 50% de la dosis total es excretada por la bilis. Ya que la morfina es altamente soluble en agua, el inicio es tardío comparado con otras drogas μ agonistas. Por otra parte, los niveles en liquido cerebroespinal (LCE) son mas prolongados que en plasma. A diferencia de los monogástricos, los rumiantes no regurgitan después de recibir morfina. Las dosis recomendadas de morfina van de 0.05 a 0.1 mg/kg de peso corporal. En nuestro hospital veterinario, hemos usado dosis hasta de 10 mg/kg de peso corporal a cabras y hemos observado una analgesia superior a la observada con dosis más bajas. Nosotros no recomendamos un periodo voluntario de retiro en leche o carne en aquellos animales que han sido tratados parenteralmente con morfina.

Efectos antinociceptivos del fentanil

El fentanil es un agonista μ selectivo que es administrado parenteralmente o transdérmicamente a través de parches impregnados. La droga tiene una vida media larga, y un gran volumen de distribución debido a que es lipofílico. Su efecto empieza a los cinco minutos después de la inyección parenteral, pero la duración de la analgesia es de solo 20 minutos. El fentanil deprime la función respiratoria e induce bradicardia. Para su excreción, el fentanil es desalquilado o demetilado por el tejido pulmonar, y sus metabolitos son degradados posteriormente mediante hidrólisis amida y excretados en orina. Los parches dérmicos que liberan fentanil transdérmicamente a la dosis de 25, 50 y 100 μg/hora están disponibles comercialmente. La eficacia de la absorción transdérmica del fentanil en rumiantes no es muy clara, sin embargo, al aplicarlos en cerdos, se pueden alcanzar concentraciones sanguíneas analgésicas de fentanil (0.5 y 2 ng/ml) en 24 horas.

La eficacia del fentanil como analgésico en rumiantes no es clara. La administración parenteral de 5 μg/kg de fentanil en ovejas aumentó el umbral a los estímulos mecánicos en un estudio, pero tuvo poco efecto en otro [11,12]. El fentanil intravenoso a la dosis de 10 μg/kg de peso corporal ha sido anti-nociceptivo tanto en estímulos térmicos como de presión en la oveja durante 5 - 60 minutos post aplicación [11,12]. Dichas discrepancias indican la necesidad de su uso en clínica en vez de en modelos experimentales de alivio del dolor. La aplicación de fentanil en ovejas (a la dosis de 5 μg/kg de peso corporal), puede inducir una variedad de cambios en la conducta tales como pica, movimientos estereotipados en el establo, nistagmo, hiperexcitabilidad y ataxia [13]. Un tiempo de retiro de 3 días en carne es recomendable para aquellos animales que fueron tratados con fentanil.

Efectos anti-nociceptivos de la buprenorfina

La buprenorfina es un agonista y antagonista mixto con afinidades μ y κ. La buprenorfina es muy pobremente absorbida por el tracto gastrointestinal y es débilmente revertida por antagonistas debido a su alta afinidad y baja especificidad por los receptores μ. Después de la administración intravenosa de una dosis única de buprenorfina, hay un efecto inicial a los 45 minutos y una duración de 240 minutos de actividad anti-nociceptiva [14]. Debido al largo periodo que toma en iniciar, hay poca correlación entre la concentración plasmática de buprenorfina y la cantidad de analgesia por un periodo de hasta 45 minutos post-aplicación. En ovejas, la buprenorfina es selectivamente anti-nociceptiva para estímulos de calor pero no para estímulos eléctricos o mecánicos [15]. Un estudio encontró que era ineficaz como analgésico para estímulos eléctricos [16].

Las ovejas tratadas con buprenorfina demostraron actividades motoras repetitivas incluyendo caminar propulsivo, movimientos de cabeza rápidos y frecuentes, movimientos masticatorios e hipersensibilidad a estímulos sonoros y visuales [14]. La buprenorfina ha sido administrada intramuscularmente a ovejas en dosis entre 5 y 10 μg/kg de peso corporal cada 4 horas. Dosis únicas de buprenorfina de 6 μg/kg de peso corporal no tienen efecto en el pH sanguíneo o en la tensión arterial de oxigeno [15]. Las concentraciones sanguíneas analgésicas de buprenorfina varían desde 189 y 697 pg/ml en plasma. Dosis intravenosas ≥10 μg/kg de peso corporal son muy posiblemente hiperalgésicas debido a un antagonismo de los receptores. El tiempo voluntario de retiro preciso de la buprenorfina no se conoce en los animales para consumo, pero probablemente es similar al fentanil, el cual es de tres días para carne.

Efectos anti-nociceptivos de la butorfanol

El butorfanol es probablemente el opioide más comúnmente usado en animales para consumo. La droga es empacada convenientemente para su administración en grandes animales, y tiene alguna eficacia analgésica. Anecdóticamente algunos practicantes han indicado que el butorfanol mejora el apetito. No es claro si el incremento en el consumo de alimento representa o no un verdadero estimulo del apetito o una activación de los centros prensiles y motores masticatorios. Como sea, la droga ha sido extensamente usada en el campo para el tratamiento sintomático de la anorexia. El butorfanol tiene afinidad tanto por los receptores μ y κ, es un antagonista μ y es un agonista κ. El butorfanol se absorbe rápidamente por vía parenteral y por la mucosa del tracto respiratorio, y tiene un alto volumen de distribución. La vida media de eliminación del butorfanol en la vaca varia entre 1 - 2 horas y sus residuos pueden detectarse en leche hasta por 36 horas post administración. En vacas, se pueden presentar tremores y movimientos propulsivos al caminar después de la inyección intravenosa, pero desaparecen 30 minutos luego de la aplicación de la droga. Su uso concomitante con acepromacina, o con un agonista α2 reduce los efectos motores indeseados. El butorfanol no produce anestesia regional. Un estudio clínico mostró que el butorfanol mejoraba la analgesia producida por el xilazina en el ganado, pero la combinación fue insuficiente para anestesiar completamente el flanco para realizar una cirugía con el animal en pie. Los animales que fueron tratados con la combinación estuvieron propensos a caerse durante el procedimiento y no tuvieron más anestesia visceral que los controles, los cuales habían sido anestesiados con la infiltración regional de lidocaina [17]. El butorfanol intravenoso (100 μg/kg) produce una respuesta anti-nociceptiva a estímulos térmicos pero no a los mecánicos, y en algunas especies induce mejor analgesia para el dolor visceral que para el superficial. La anti-nocicepción del butorfanol ocurre algunos minutos después de la inyección intravenosa y puede durar hasta 90 minutos post inyección. Los estudios que diferencian entre el alivio del dolor superficial y visceral muestran la importancia de medir más de una modalidad de dolor cuando se evalúa la eficacia anti-nociceptiva de una droga. La dosis recomendada de butorfanol para animales para consumo varia entre 0.02 - 0.25 mg/kg de peso corporal por vía intravenosa o subcutánea. Debido a la corta vida media del butorfanol, este debe repetirse cada 4 horas para mantener los niveles analgésicos en plasma. Pequeñas cantidades butorfanol se pueden detectar en leche hasta 36 horas después de su aplicación [18], sugiriendo que el tiempo conservativo de retiro en carne y leche seria de 4 días y 72 horas respectivamente.

Inyección epidural de drogas opioides

Las neuronas del asta dorsal expresan receptores opioides. Concentraciones altas de morfina pueden ser llevadas a las células del asta dorsal por inyección intradural o epidural, consecuentemente la aplicación epidural de morfina puede ser benéfica para aliviar el dolor perineal, abdomen posterior o miembros posteriores. Debido al riesgo de infección y al potencial de sobre-dosificación, la inyección intradural no es comúnmente empleada en la práctica clínica. La perforación de la duramadre resulta en un incremento en la toma intratecal de la droga. Por ello, con el fin de prevenir sobredosis, es importante evitar la punción de la duramadre cuando se está aplicando una dosis epidural de un opioide. Las dosis de morfina por administración epidural son hasta tres veces más grandes que aquellas aplicadas intratecalmente. Incluso si la morfina es aplicada epiduralmente, la punción dural incrementa la concentración del opioide en el LCE hasta en 8 veces sobre una inyección epidural. Si se fuera a inyectar la duramadre usando una dosis epidural de morfina, entonces las concentraciones del opioide en el líquido céfalo-raquídeo (LCR) podrían ser peligrosamente altas, y ese exceso de morfina en LCR podría resultar en hipoventilación e hipoxemia [19]. De forma diferente a las inyecciones de xilazina, o mepivacaina, la morfina no paraliza nervios motores. La duración de la actividad epidural de morfina se cree que es aproximadamente de 12 horas en granado. Debido a la lenta difusión en el cordón espinal, el pico de actividad después de la inyección de morfina ocurre entre 210 y 250 minutos pos-inyección. Las concentraciones varían entre 112 y 555 μg/ml en LCR y son mayores que las que se logran por vía sistémica. Las altas concentraciones en LCR pueden ser mantenidas hasta por 12 horas después de una sola inyección. De ser posible, la morfina epidural debería ser aplicada al paciente 2 - 3 horas antes de iniciar un procedimiento quirúrgico. La inyección epidural de morfina es útil también en el tratamiento de animales con condiciones dolorosas de los miembros pélvicos.

La morfina epidural debería ser suministrada a una dosis de 0.1 mg/kg de peso corporal, dos veces al día. El tratamiento puede ser repetido las veces que sean necesarias. Un producto libre de preservativos está comercialmente disponible para inyección epidural en humanos pero es sumamente costoso para su uso en animales para consumo. Por esa razón nosotros utilizamos la presentación comercial parenteral diluida en 10 - 20 ml de solución salina estéril. Para el alivio del dolor el la cola o en la región perineal, la morfina puede ser inyectada en el espacio epidural localizado entre la segunda y tercera vértebra coccígea. Para el tratamiento de dolor abdominal o de los miembros pelvianos la morfina debería ser inyectada en el espacio entre los cuerpos vertebrales de la sexta lumbar y la primera sacra. Cuando se realiza una inyección en el espacio lumbosacro es ideal anestesiar localmente e incidir la piel que cubre los cuerpos vertebrales. Para una vaca adulta una aguja espinal de 6 pulgadas y calibre 18 debe ser insertada hasta que el ligamentum flavum se perfore. Ensamble una jeringa con aire a la aguja y presione el émbolo mientras avanza la aguja. El aire se elimina rápido y fácil cuando la punta de la aguja entra al espacio epidural. Una vez el espacio epidural ha sido confirmado, ensamble la jeringa con morfina asépticamente a la aguja e inyecte la droga rápidamente.

Los opioides con alta solubilidad en lípidos se difunden más rápido que los que tienen características polares. Por consiguiente la buprenorfina podría actuar más rápido que la morfina, pero podría disiparse más rápidamente si se inyecta extraduralmente. Esto podría resultar en una corta duración de la actividad epidural de la buprenorfina comparada con la morfina [20].

Drogas anti-inflamatorias no-esteroidales (DAINES)

Las clases de drogas anti-inflamatorias no esteroidales (DAINES) incluyen los compuestos del ácido carboxílico como aspirina, flunixina, y carprofeno, y los compuestos del ácido enólico ejemplificados por la fenilbutazona. Los AINES brindan efectos antipiréticos y actividad anti-inflamatoria a través de la inhibición de prostaglandinas. La flunixina y posiblemente otros AINES pueden también reducen el dolor a través de mecanismos mediados centralmente y que incluyen receptores opioides α2 y μ [21]. Como sea, la actividad clásica de los AINES es la de reducir la cascada del ácido araquidónico a través de la inhibición de la ciclooxigenasa asociada a la membrana. Por eso, una gran parte del efecto anti-inflamatorio de un AINES, es reducir las concentraciones intracelulares de tromboxano A2. El AINES también reduce la formación de otras prostaglandinas inflamatorias incluyendo PGE2 y PGI2. Las prostaglandinas no son irritantes al tejido, pero incrementan el dolor y la inflamación al inducir la liberación de histamina, bradiquinina y componentes de los mastocitos. Los mecanismos de los efectos centrales mediados por la flunixina no se conocen [22,23].

La ciclooxigenasa (COX) que es liberada por el daño de las membranas celulares sintetiza prostaglandinas proinflamatorias. Hay dos isoenzimas COX llamadas COX1 y COX2. La COX 2 es una enzima presente en la mayoría de los tejidos. La COX 2 produce PGI y PGE las cuales son difundidas hacia el flujo sanguíneo renal y pueden estar implicadas en la curación de úlceras gástricas. La enzima es producida constitutivamente en la corteza renal y el cerebro, pero es inducible en otros tejidos. La COX1 es una enzima constitutiva que sintetiza prostaglandinas relacionadas con inflamación, especialmente la E2 y prostaglandinas protectivas de mucosas y del sistema renal tubular. Los estudios preliminares sugerían que los AINES COX2 específicos podían tener menores efectos colaterales mientras que producía una respuesta antinflamatoria de similar magnitud que la producida por los inhibidores de la COX1. Investigaciones posteriores han demostrado que esto no es rigurosamente cierto. Tal parece que hay un parecido considerable entre las funciones fisiológicas de las isoenzimas COX. Ratas en las que se alteró genéticamente la COX2, tuvieron respuestas inmunológicas normales, pero desarrollaron falla renal debido a la pérdida en la producción constitutiva de COX2. Las prostaglandinas sintetizadas por la COX2 también están involucradas en regeneración de tejidos, ovulación y parto. La COX2 es también necesaria para la curación de úlceras gástricas preformadas. Por consiguiente, la inhibición selectiva de isoenzima COX2 puede no ser en el mejor interés del paciente si la ulcera gástrica es inminente. De forma contraria, muchas respuestas inflamatorias pueden ser debidas a los efectos COX 1 inducidos por los eicosanoides. Debido a la similitud funcional de las dos enzimas y a sus actividades de colaboración en la cascada inflamatoria, los inhibidores selectivos de COX2 pueden no ser tan eficaces o seguros como las drogas que inhiben las dos isoenzimas.

Las drogas actuales que están aprobadas para uso veterinario inhiben COX a diferentes niveles. La clasificación estricta como un inhibidor COX1 o COX2 puede ser imprecisa, ya que los ensayos para selectividad de COX son susceptibles de error.

Ciertos AINES también producen analgesia a través de la inhibición central de la repuesta al dolor. La flunixina o la dipirona incrementan el umbral de dolor en ovejas saludables en un 18 - 21 % después de 30 minutos y hasta por tres horas. El efecto AINES asociado con analgesia fue eliminado mediante el pretratamiento con atipamazol o naloxona, indicando la importancia de los receptores adrenérgicos μ y α2 en los mecanismos analgésicos de ciertos AINES [24].

Los efectos anti-inflamatorios de los AINES en rumiantes son consistentemente s más duraderos que los esperados al examinar los perfiles serológicos de concentración y tiempo. Las actividades terapéuticas de los AINES son probablemente debidas a extensa unión al tejido y a la liberación prolongada. Los AINES administrados por vía oral son bien absorbidos en rumiantes. Las drogas absorbidas son ligadas a proteínas plasmáticas y poseen un bajo volumen de distribución que varía entre 200 - 300 ml/kg. Para su excreción, los AINS son conjugados al ácido glucurónico en los sinusoides hepáticos y son excretados a través de la bilis y el riñón como el glucuronido inactivo. La fenilbutazona es convertida por el hígado en un metabolito activo, la oxifenbutazona, antes de ser conjugada. Existe una extensa recirculación enterohepática de AINES conjugados, y algunas pequeñas cantidades de AINES pueden ser excretados sin haber sido transformados a través de la orina. Los efectos secundarios de estas drogas se pueden incrementar por el uso simultáneo de diferentes clases de AINES.

Animales que han sido sobredosificados con AINES pueden sufrir necrosis capilar renal. Esta condición que puede ser irreversible en casos severos, se cree es debida a una inhibición de (PG) E2 en la médula renal y (PG) I2 en la corteza renal. La hipotensión incrementa el potencial de los AINES con relación a la necrosis papilar. El carprofeno tiene una afinidad débil por las enzimas COX, y por consiguiente tiene muy poco efecto sobre la perfusión renal en pacientes hipotensos. Las actividades y conductas farmacocinéticas de AINES específicos en animales para consumo serán discutidas a continuación.

Flunixina meglumina

La flunixina meglumina es un potente AINES derivado del ácido carboxílico. La flunixina inhibe efectivamente la COX1 y bloquea los mediadores eicosanoides (TX) A2 y (PG) E2. Cuando se administra vía intravenosa a la dosis de 1.1 mg/kg de peso corporal, la vida media de eliminación de la flunixina varia entre 148 y 229 minutos. La tasa total de eliminación corporal es de 2.51 ml/kg/min, el volumen de distribución es 0.397 l/kg, y la dosis recomendada varia entre 1.1 mg/kg tres veces al día y 2.2 mg/kg dos veces al día [25-27]. En nuestra clínica preferimos utilizar 1.1 mg/kg, 2 - 3 veces al día por vía intravenosa.

La flunixina es considerada un analgésico efectivo, pero algunas investigaciones han mostrado efectos variables sobre la respuesta al dolor en animales para consumo. En un estudio en ovejas con dermatitis interdigital necrótica no se presentó analgesia después de una dosis única de flunixina. Las ovejas que fueron tratadas con flunixina por tres días tuvieron una pequeña pero significativa reducción del umbral de dolor a los estímulos mecánicos [28]. Este estudio tuvo numerosos errores incluyendo el uso de ovejas que estaban bilateral y biaxialmente afectadas con dermatitis interdigital necrótica y también por la heterogeneidad de la raza de los animales. Los autores concluyeron que la presencia de la entidad en los dos miembros anteriores podría de manera artificial, aumentar la resistencia al dolor porque las ovejas podrían haber sido incapaces de elevar el miembro estimulado. Un estudio diferente demostró que la droga tuvo efectos analgésicos tanto en ovejas sanas como cojas [24]. El periodo de retiro recomendado para la flunixina meglumina en ganado de carne es de 10 días y en ganado de leche es de 72 horas. Debido al riesgo potencial de causar mionecrosis e inflamación en el sitio de inyección, la flunixina debe ser administrada vía intravenosa [30].

Aspirina

La aspirina no esta aprobada para usar en animales para consumo por la Administración de Drogas y Alimentos de los Estados Unidos, y por ello no tiene niveles aceptables de residuos en la carcasa. Sin embargo, la droga es administrada en animales para consumo a una dosis de 100 mg/kg de peso corporal por vía oral, dos veces al día [31]. A esta dosis se obtienen concentraciones terapéuticas de salicilato (30 μg/ml) en plasma. La vida media de eliminación para la aspirina es de 3.70 horas, y el volumen de distribución es de 0.24L/kg. La vida media biológica luego de la administración oral es de 0.54 horas. El "Food Animal Residue Avoidance Databank" Banco de Datos de Prevención de Residuos en Animales para Consumo) recomienda que los animales tratados con aspirina tengan un tiempo de retiro de 24 horas tanto para leche como para carne.

Fenilbutazona

La fenilbutazona ha sido usada en el tratamiento de vacas caídas. Las fallas en cumplir el tiempo prolongado de retiro en vacas caídas tratadas con fenilbutazona, han resultado en una adulteración excesiva de las carcasas y su correspondiente decomiso. Es difícil evitar los residuos de fenilbutazona ya que la absorción y excreción de ésta depende de de la raza, edad especie y tipo de dieta y los tiempos de retiro son impredecibles [32,33]. Considerando esto y el alto grado de preocupación general acerca de la droga, nosotros no recomendamos su uso en ninguna de las especies de animales para consumo. La Oficina de Administración de Drogas ha prohibido la utilización de fenilbutazona en ganado de leche y de manera enérgica se ha pronunciado en contra del uso de ella en cualquier animal de producción destinado al consumo.

La fenilbutazona plasmática se une extensamente a las proteínas, y, en rumiantes tiene una vida media prolongada que varia entre las 30 y 80 horas. Cuando se administró en ganado iniciando con dosis de 24 mg/kg de peso corporal y luego 12 mg/kg cada 12 horas, la droga fue detectada en leche hasta por 82 horas [33,34]. Dada la falta de un tiempo de retiro predecible y de la gran preocupación expresada por las agencias regulatorias, se debería precluir el uso clínico de fenilbutazona en todas las especies orientadas a la producción de alimento [35].

Ketoprofeno

El ketoprofeno inhibe la ciclooxigenasa y la lipoxigenasa, pero no está aprobado por la Oficina de Administración de Drogas y Alimentos para ser usado en animales de consumo. Las propiedades anti-inflamatorias de la droga incluyen la inhibición de β glucuronidasa, prostaglandina E2, y tromboxano B2. La droga no inhibe la síntesis del leucotrieno B4 [36]. La corta vida media plasmática (30 minutos) y el bajo volumen de distribución (0.2 L/Kg) sugieren que podría ser usada de forma segura en vacas de leche, con mínimo riesgo de adulteración de la leche o de las carcasas. Durante su pico en sangre, las concentraciones encontradas en leche son menores que las de las pruebas de sensibilidad, indicando que el tiempo de retiro requerido es corto y predecible. El tiempo de retiro recomendado para carne es de de 4 - 7 días. Considerando que, aunque el ketoprofeno no ha sido recomendado para ser utilizado en animales para consumo, si se pueden cumplir los criterios de prescripción para el uso de la droga, el ketoprofeno puede ser administrado en animales para consumo una vez al día a la dosis de 3.3 mg/kg de peso corporal [37]. La administración oral de ketoprofeno (30 mg/kg de peso corporal) a terneros de 4 - 8 semanas de edad justo antes y 2 - 7 horas después de ser descornados con calor, resultó en una reducción de la conducta asociada al dolor [38]. En la actualidad el ketoprofeno oral no está disponible en los Estados Unidos.

Carprofeno

El carprofeno es un nuevo AINES que posee una débil acción anti-prostaglandínica pero también tiene el potencial ulcerogénico mas bajo que muchos AINES. El carprofeno tiene un solo centro quiral (nota del traductor: Una molécula quiral es aquella que no puede superponerse con su imagen especular) y enantiómeros isoméricos con diferentes potencias biológicas. El mecanismo de acción del carprofeno no es claro ya que los efectos de la droga sobre la COX1 y COX2 es pobre comparado con otros AINES. La reducida actividad anti-COX1 es probablemente la razón de esa reducida ulcerogenicidad comparada con otros AINES. La potencia del carprofeno es similar a la indometacina pero mayor que la de la fenilbutazona y la aspirina [39].

Cuando se administra vía intravenosa en ovejas a las dosis de 0.7 y 4.0 mg/kg de peso corporal, el carprofeno tiene un volumen de distribución de 0.095 y 0.118 L/kg de peso corporal y una vida media de eliminación respectiva de 26.1 y 33.7 horas. Para las dos dosis, la tasa de eliminación corporal fue de 2.5 ml/kg/hora. Las concentraciones plasmáticas de carprofeno ≥ 1.5 μg/ml son analgésicas. Luego de la administración (4.0 mg/kg de peso corporal vía intravenosa), las concentraciones plasmáticas terapéuticas de carprofeno son mantenidas por lo menos por 72 horas. Cantidades demostrables de carprofeno fueron detectables en leche de vacas con mastitis que habían recibido una sola dosis intravenosa de 0.7 mg/kg de peso corporal [40-42]. Debido a los tiempos largos de depuración, a la detectable distribución en leche y a las altas concentraciones en plasma, el carprofeno no debería ser usado en animales de consumo hasta tanto no se establezca un adecuado periodo de retiro voluntario.

α2 agonistas adrenérgicos

Las neuronas del asta dorsal de la medula espinal de los rumiantes son increíblemente ricas en receptores α2 adrenérgicos los cuales ligan a agonistas o bloqueadores administrados ya sea sistémica o epiduralmente. Los agonistas para esos receptores son analgésicos. Los receptores activados inician la liberación de norepinefrina desde neuronas pre- o post-sinápticas. Hay 4 isotipos funcionales de receptores α2 adrenérgicos. Los de tipo I están localizados en la terminación nerviosa noradrenérgica pre-sináptica y previene la liberación de norepinefrina de las neuronas post-sinápticas. Los receptores tipo II inhiben la liberación de serotonina, dopamina y acetilcolina desde las neuronas pre-sinápticas. Los receptores de tipo III están localizados en neuronas post-sinápticas y pertenecen a la súper familia de los receptores relacionados con la proteína G. Los receptores de tipo IV son de respuesta a la epinefrina y están distribuidos en neuronas a lo largo del SNC. Los receptores α2 adrenérgicos están también localizados en tejidos no neurales como la corteza adrenal, el páncreas y las plaquetas [43].

La depresión central debida a actividad α2 no está relacionada con la actividad noradrenérgica periférica [43-45], y es más grande de lo que puede ser explicado por la disrupción de las vías noradrenérgicas solamente. La sedación está aparentemente relacionada con la actividad de un enantiómero (D-) estéreo-específico en los receptores α2 post sinápticos.

Xilazina parenteral

En USA, los agonistas α2 adrenérgicos mas comúnmente usados en animales para consumo son xilazina y detomidina. El xilazina ha sido recomendado para administración sistémica a una dosis entre 0.1 y 0.3 mg/kg de peso corporal. Al ser administrado a una dosis de 0.2 mg/kg de peso corporal, la eliminación corporal fue de 42 ml/kg/min y el volumen de distribución fue 1.944 L/kg. El tiempo de analgesia es de aproximadamente 30 minutos, pero la sedación puede durar hasta 36 horas [46,47].

Después de la inyección intravenosa en ganado y en ovejas, la vida media farmacológica de xilazina es de 36.5 y 23 horas respectivamente y la vida media de la detomidina en terneros es de 1.32 horas. El tiempo de retiro recomendado en leche para xilazina es de 72 horas. Las concentraciones de xilazina en leche son <0.4 ppb a las 11 horas post dosis y se hacen no detectables hacia las 24 horas post-aplicación. Al ser administrado parenteralmente a una dosis de 50 μg/kg, el xilazina es anti-nociceptivo para los estímulos térmicos y los de presión hasta por 45 minutos [46]. La analgesia ocurre en minutos luego de la inyección intravenosa. El xilazina induce cambios cardiovasculares característicos incluyendo bradicardia, hipertensión seguida de hipotensión, descenso en el flujo sanguíneo pulmonar, reducción en PaO2, e incremento en PaCO2 a nivel sanguíneo.

Xilazina epidural

El xilazina puede ser administrado por vía epidural a dosis que varían entre 0.05 y 0.07 mg/kg de peso corporal en un volumen total de 5 ml para el control del dolor en ganado. El ganado tratado con xilazina presenta decúbito a los 30 minutos post dosificación [48]. La sedación concomitante de terneros con 0.1 mg/kg de xilazina combinado con 0.18 - 0.24 mg/kg de lidocaina y con 0.05 mg/kg de xilazina aplicados en el espacio epidural lumbosacro (entre las vértebras L5 y L6) también provee anestesia parcial e inmovilización para la cirugías correctivas de hernias umbilicales en terneros de leche recién nacidos [49]. La administración epidural de xilazina (0.3 mg/kg de peso corporal) en ovejas produce un plano cercano de anestesia en la región ventral y en los miembros posteriores, sin embargo, las ovejas así tratadas desarrollaron una hipoxemia y alcalosis metabólica [50].

La xilazina epidural aparentemente no tiene una ventaja real sobre las inyecciones de un anestésico local tipo amida combinado con sedación sistémica con xilazina [51,52]. Mas aun, en nuestra clínica 3 vacas que recibieron xilazina epidural han desarrollado una parálisis irreversible. Los hallazgos de las necropsias de las vacas caídas mostraron una marcada demielinización de los segmentos lumbares de la medula espinal. Una ternera, en nuestra clínica también desarrolló un estado de apnea casi fatal inmediatamente luego de recibir una inyección epidural de xilazina. Si esto es el reflejo o no de una reacción a los preservativos presentes en el xilazina o a la droga misma no es claro. Nosotros sospechamos que la analgesia inducida por la inyección intratecal o intradural puede en parte ser debida a la demielinización. Por esta razón, las inyecciones espinales, epidurales o intratecales de xilazina no pueden ser recomendadas en la práctica clínica en los animales para consumo. Para anestesia epidural nuestra clínica recomienda el uso de 4 - 5 ml de lidocaina al 2% en vacas y de 1 - 2 ml en ovejas [51].

El tiempo de retiro voluntario del xilazina en animales de carne es de 72 horas. La Oficina de Administración de Drogas y Alimentos ha mostrado preocupación por el uso de xilazina en animales de consumo ya que uno de los principales metabolitos del xilazina, el 2,6 dimetilanilina es carcinogénico [53]. Hasta la actualidad, no hay evidencia de que el xilazina en dosis tranquilizantes tenga un potencial carcinogénico para los animales para consumo.

Los efectos del xilazina pueden ser revertidos con la inyección lenta de tolazolina, la cual ha sido aprobada para su uso en animales de consumo por la Administración de Drogas y Alimentos de los Estados Unidos. La tolazolina entra al sistema nervioso rápidamente luego de su aplicación intravenosa. Al revertir los efectos del xilazina en animales temperamentales, la droga puede ser administrada a través de un catéter yugular intravenoso no suturado y con varias extensiones de fluidos intravenosos. Esto facilita que las personas tratantes permanezcan seguras y lejos del paciente en recuperación. El tiempo de retiro voluntario de la tolazolina en la carne de los animales tratados es de 30 días. Otro antagonista de receptores α2, el atipamazol no ha sido aprobado para ser usado en animales de consumo y por ello no puede sustituir la tolazolina.

Detomidina

La detomidina es un agonista de receptores α2, la cual tiene similares efectos in vivo a los del xilazina. A diferencia del xilazina, los animales tratados con detomidina usualmente permanecen de pie luego de la inyección intravenosa. El volumen de distribución de la droga luego de la aplicación intravenosa a la dosis de 0.08 mg/kg de peso corporal es de 0.73 L/kg, y la vida media de eliminación es 1.32 horas. Aunque estudios cinéticos separados se han hecho para dosis intramusculares, nosotros recomendamos que la detomidina sea administrada por vía intravenosa en la mayoría de escenarios clínicos. La tasa de eliminación total es de 12.3 ml/min/kg. La droga no puede ser detectada en leche 23 horas después de la aplicación de una sola dosis intravenosa [54].

La detomidina es actualmente usada en nuestro hospital a la dosis de 0.001 mg/kg de peso corporal. Puede ser administrada vía epidural en vacas pero nosotros no hemos tenido experiencia con ese tipo de terapia. La administración epidural caudal de medetomidina (5 μg/kg de peso corporal en 5 ml de volumen total) produce analgesia durante los primeros 5 minutos. Esta analgesia puede durar hasta 412 minutos. Un decúbito transitorio puede ocurrir luego de la inyección epidural de detomidina [55].

Indicaciones especificas para el uso de analgésicos

Castración

Los métodos óptimos para el control del dolor durante la castración son controversiales. El dolor asociado con la castración ha sido relacionado con el incremento de las concentraciones plasmáticas de cortisol y los correspondientes cambios de conducta que incluyen permanecer de pie estáticos, mirada al vacío, intranquilidad y decúbitos repetidos. Existe algún desacuerdo con relación a los protocolos que existen para muestrear y medir el cortisol plasmático, y sobre la validez de las evaluaciones de los cambios de conducta, sin embargo, aparentemente los protocolos experimentales que requieren de mediciones tempranas y repetidas son mas exactos. Los métodos de castración incluyen la emasculación quirúrgica, elastración (bandeo) y emasculación.

El uso epidural de xilazina para lograr analgesia durante la castración de toros ha sido investigado. Una dosis única de 0.07 mg/ml de xilazina fue diluida en 7 ml de solución salina y fue inyectada en el espacio epidural entre las dos primeras vértebras coccígeas. Al administrar la droga de esta manera, los animales permanecieron de pie, sin embargo hubo una significativa reducción del dolor durante la cirugía evaluado por la reducción en las conductas de evasión. Los clínicos de nuestro hospital no recomiendan el uso epidural de xilazina ya que la droga ha demielinizado nervios espinales en al menos dos vacas [61].

Todas las formas de castración inducen a la presentación de conductas anormales asociadas con el dolor e incrementan la concentración de cortisol plasmático [57-60] independientemente del tipo de procedimiento utilizado. El control absoluto del dolor durante la castración puede ser proveído al combinar la técnica de elastración (uso de bandas elásticas) con la aplicación intratesticular de lidocaina al momento de la aplicación de la banda. Un efecto analgésico adicional se puede obtener si se utiliza una dosis previa al menos 15 minutos antes de la cirugía aplicada en la base del escroto. Si los testículos no pueden ser inyectados con lidocaina el uso de un emasculador distal al sitio donde se aplico la banda elástica puede disminuir la sensación de dolor al mismo nivel que lo hace la técnica de elastración combinada con lidocaina intratesticular [62,63].

Otros intentos para controlar el dolor asociado con la castración por el uso de métodos farmacológicos incluye la administración epidural de morfina o etorfina no han sido exitosos en el alivio del dolor intra o pos-operatorio en corderos. Tanto la morfina epidural (8.0 mg), la etorfina (5 nmol) o el xilazina (25 μg) han tenido muy poco efecto sobre las conductas post-castración [64].

En nuestra clínica preferimos la remoción quirúrgica de los testículos ya que el tiempo de curación es mas rápido, la tasa de falla es menor y los propietarios esperan el uso de este método en sus animales. Al momento de la cirugía, los testículos son anestesiados usando una inyección de lidocaina intratesticular. Para realizar este procedimiento, una aguja de calibre 18 y i.5 pulgadas es insertada dentro del parénquima testicular y la lidocaina es inyectada hasta que haya llenado el espacio por completo. En ese momento una resistencia significativa es detectable en el émbolo de la jeringa. Una infusión adicional de lidocaina se realiza en el tercio distal del escroto. Entre 5 - 30 ml de lidocaina al 2% se inyecta en el escroto de los pequeños rumiantes y terneros respectivamente [63,65-67].

Descorne y eliminación del botón germinal

Existe una gran controversia acerca del método ideal para remover los cuernos y aún sobre la validez de las metodologías de investigación que se han empleado para cuantificar el dolor asociado con el descorne. Las concentraciones de cortisol plasmático no parecen reflejar las modalidades de dolor de los animales durante el descorne, y no hay una clara relación entre el grado de dolor procesado por el paciente y las amplitudes de los picos de cortisol. Los terneros en los que el botón germinal ha sido removido térmicamente desarrollan picos de cortisol bajos y muestran mucho menos conductas asociadas con el dolor que aquellas que han tenido descornes profundos (por curetaje) sugiriendo que el descorne por cauterización es preferible en terneros mas jóvenes que el descorne quirúrgico a una edad mayor. Aun usando el descorne térmico, parece haber una nivel de desacuerdo relacionado al uso o no de anestesia regional. Por ejemplo, en un estudio, las concentraciones plasmáticas de cortisol en terneros descornados térmicamente no fueron mayores que en los terneros a los que se les administró anestesia regional y en controles no anestesiados. A pesar de ello, aquellos terneros que fueron anestesiados localmente tuvieron menos intentos de escapar, y menos respuestas de dolor agudo producido por el descorne que los controles no anestesiados. La anestesia local se disipa luego de varias horas e inevitablemente el cortisol plasmático aumenta aun si la anestesia se repite [68]. Un tratamiento adicional con ketoprofeno intravenoso en terneros al descorne, puede ser útil en reducir las concentraciones post-quirúrgicas de de cortisol, sugiriendo que drogas tipo AINES deberían ser administradas post- descorne en aquellos casos en que el propietario esté dispuesto a pagar por el costo adicional de la droga [69].

Al realizar descornes en nuestra clínica, todos los animales reciben anestesia regional por bloqueo del nervio cornual. Usamos lidocaina (2%) en todos los pacientes. A las cabras, también se les realiza anestesia regional en anillo y bloqueo de los nervios infratroclear y cornual, y son sedadas con 0.1 mg/kg de xilazina vía intramuscular. No diluimos la lidocaina hasta una concentración final de 1% pero la inyectamos cuidadosamente usando menos de la dosis que es equivalente a 10 mg/kg de peso corporal del animal [70]. Los cuernos que son de menos de 1 cm de diámetro en la base son removidos con termocauterio, sin embargo los que exceden los 2 cm en diámetro son removidos quirúrgicamente. Luego de la remoción quirúrgica, la hemorragia es controlada ya sea torciendo y presionando la arteria cornual (terneros) o ligando la arteria (cabras). Los bordes de las incisiones quirúrgicas son quemados usando un descornador eléctrico. Si el propietario solicita analgesia adicional, los pacientes reciben una dosis adicional de flunixina meglumina (1 mg/kg de peso corporal vía intravenosa).

La base del cuerno penetra el seno frontal en cabras > 8 meses de edad. Ya que el descorne en esos pacientes abra el seno frontal, un vendaje ajustado de 4 capas es aplicado durante al menos un mes. El material usado para es vendaje incluye una almohadilla de Telfa sobre el sitio del descorne, un rollo de gasa estéril de una pulgada para ser colocada en forma de ocho alrededor de las orejas y la base de los cuernos, un estoquinete de 4 - 6 pulgadas de diámetro que se coloca desde la punta de la nariz hasta la mitad del cuello. Deben realizarse los correspondientes orificios para los ojos y orejas luego de que el estoquinete esté en su sitio. La cuarta capa está compuesta por una venda elástico. Se debe estar seguro de no aplicar demasiada presión con este último para evitar edema y dolor post-operatorio.

Cirugía perineal, lesiones (obstétricas, rectales, vaginales y vejiga)

El dolor obstétrico puede ser severo, y se debe utilizar analgesia si el paciente vocaliza durante la realización de procedimientos obstétricos. La anestesia epidural provee un alivio transitorio pero no elimina la transmisión de dolor del cervix y la parte anterior de la vagina. La administración de butorfanol (0.04 mg/kg de peso corporal vía intravenosa) puede reducir la nocicepción durante los procedimientos quirúrgicos que se realizan con el animal en pie. Para los procedimientos quirúrgicos en pie, el uso de morfina (0.1 mg/kg de peso diluida en 20 ml de solución salina estéril) en el espacio epidural entre las vértebras L6 y S1 puede tener algún beneficio, aunque la analgesia producida por los opioides es mucho menor que la que se obtiene con el uso de anestésicos locales tipo amidas. Los animales que se presentan vocalizando, intercambiando peso o taquipnéicos o que están mostrando un gran malestar pueden ser sedados con detomidina (0.05 mg/kg de peso corporal, intravenosa) o con xilazina. El xilazina debe ser usado con precaución ya que reduce la presión sanguínea sistémica, favorece la hipoxia tisular y podría disminuir la tasa de supervivencia en animales muy comprometidos [71].

El dolor perineal u obstétrico en pequeños rumiantes puede ser eliminado por varias horas mediante la aplicación de anestesia lumbosacra. Para realizar la anestesia epidural, la piel que cubre el espacio entre los procesos dorso-espinosos de las vértebras L6 y S1debe ser preparada como para cirugía y anestesiada con una inyección subcutánea de lidocaina 2%. Se realiza una incisión longitudinal de 0.5 cm y una aguja espinal calibre 19 y de 3.5 pulgadas de larga, se inserta a través del ligamentum flavum en el espacio epidural. Una vez la aguja esta colocada correctamente, inyectar aire debe ser fácil. Reemplace la jeringa con aire e inyecte 1 ml por 7 kg de peso corporal de bupivacaina 0.75%. La parálisis de los miembros posteriores debe suceder inmediatamente. Procedimientos de resucitación pueden ser requeridos en algunos pacientes que desarrollan apnea rápidamente después de la administración de bupivacaína. Debido al alto riesgo de presentación de graves lesiones del tendón de Aquiles y de los músculos extensores de los miembros posteriores, la anestesia espinal de grandes rumiantes y ovejas con pesos superiores a los 75 kg no es recomendada.

Para un alivio del dolor mas prolongado en casos de vaginitis necrótica, un anestésico epidural tipo alcohol puede ser considerado. La técnica es similar a la inyección epidural estándar entre las 2 primeras vértebras coccígeas. Se diluye lidocaina al 2% 1:1 con etil alcohol al 95%, y en vacas, se pueden inyectar 2 - 3 ml en el espacio entre Cd1 y Cd2.

Dolor digital o de las extremidades

El dolor digital agudo de corta duración, puede ser controlado mediante la administración de anestesia regional intravenosa. Para administrar lidocaina, se debe usar un torniquete en la mitad del hueso de la caña, la piel que cubre la vena dorsal podal debe ser desinfectada. Inyecte lidocaina al 2% en la vena. La dosis de lidocaina para vacas y pequeños rumiantes es de 20 y 4 ml respectivamente. Para un control del dolor mas prolongado, dosis de 40 - 100 mg de morfina pueden ser inyectadas directamente en la vena podal dorsal o en la estructura sinovial afectada. El dolor de los miembros pélvicos puede ser controlado mediante el uso de morfina (0.1 mg/kg) en inyección epidural lumbar.

Dolor intestinal o peritoneal (cólico)

El control del dolor proveniente de nociceptores silentes del intestino y el abdomen puede ser difícil. La administración epidural lumbosacra de morfina puede ser útil. El dolor puede ser mitigado por la administración concomitante de detomidina (0.1 mg/kg) por vía intravenosa, cada 4 horas, y también lidocaina intravenosa. No hay una información básica con relación al uso de lidocaina intravenosa en la reducción del dolor peritoneal, pero la droga ha sido usada en caballos a una dosis de inicial de lidocaina al 2% (1.3 mg/kg), seguida de una infusión intravenosa de lidocaina al 1% (0.05 mg/kg/min) [72].