Pruebas específicas en dermatología de pequeños animales

Indice

• Citología
• Raspado superficial de piel
• Raspado profundo de piel
• Examen con lámpara de Wood
• Cultivo de hongos
• Tricograma
• Biopsia
• Prueba sérica para alergeno específico IgE
• Cultivo bacteriano
• Prueba del parche

Citología

Indicaciones

Cualquier animal con prurito, con escamas, oloroso o alopécico debe ser evaluado en busca de evidencias de infección bacteriana o por hongos. Por lo tanto está indicada la citología en casi todos los pacientes que presenten afecciones de piel. Los raspados de piel, aspiraciones, impresiones, frotis de oído y preparación de cintas son técnicas diferentes para la obtención de muestras citológicas.

 Se emplea un raspado superficial de la piel en áreas tales como la piel interdigital en donde es difícil obtener un frotis por impresión. También se utiliza cuando la piel es normal, ligeramente húmeda o grasosa.

 La muestra por aspiración se utiliza en la evaluación del contenido de pústulas o nódulos intracutáneos o subcutáneos.

 Se utiliza un frotis por impresión cuando se evalúa piel húmeda o grasosa con lesiones con exudado o con derrames.

 Los frotis del oído se utilizan para evaluar los canales auditivos.

 La piel seca escamosa puede evaluarse mediante cintas preparadas. Esta técnica se emplea frecuentemente en el área interdigital en donde puede ser difícil obtener un frotis por impresión.

Técnica

1. Raspado de piel para citología

 Se expone la piel afectada y se raspa la superficie de la piel muy suave y superficialmente con una hoja de bisturí en dirección del crecimiento del pelo.

 Los restos recolectados sobre la hoja se colocan sobre una lámina y se extienden con la hoja con un movimiento de "untar mantequilla al pan" (Fig. 1-18).

Figura 1-18. Los restos recolectados mediante el raspado superficial de la piel son extendidos sobre la lámina mediante un movimiento de "untar mantequilla al pan".

2. Aspiración de nódulos

 La aspiración de nódulos o abscesos se realiza con una jeringa de 12 ml y aguja calibre 22.

 "        Se agarra firmemente el nódulo y entonces se inserta la aguja (Fig. 1-19), aspirando varias veces (hasta la marca de 10 ml si es posible), se libera la presión y se saca la jeringa con la aguja aún adherida.

Figura 1-19. Aspiración de un nódulo pequeño.

 Es importante liberar la presión antes de retirar la aguja, si no el aspirado puede ser succionando dentro del tubo de la jeringa - de la cual este puede no ser recuperado.

 Se desconecta la aguja, el embolo se jala hacia atrás y la aguja se vuelve a reconectar.

 Las células son vertidas sobre una lámina. El frotis se seca al aire.

3. Frotis por impresión

 Se emplean hisopos de algodón para obtener las muestras de los canales del oído insertándolos dentro del canal, rotándolos y retirándolos. Entonces se giran suavemente sobre una lámina. Yo sostengo las láminas del oído uniformemente en el lado izquierdo con mi mano izquierda, el hisopo de algodón del oído izquierdo es girado sobre la mitad de la sección de la lámina y el hisopo del oído derecho sobre el tercio derecho de la misma lámina.

 En los pacientes con piel seca, el hisopo de algodón puede humedecerse con solución salina y frotarlo sobre la superficie de la piel afectada antes de ser rotada sobre la lámina.

 En pacientes con piel húmeda o grasosa, se puede frotar la lámina o tomar directamente la impresión sobre la piel afectada (Fig. 1-20).

Figura 1-20. Los frotis por impresión se obtienen presionando suavemente una lámina sobre la piel afectada.

4. Preparación en cinta adhesiva

 La técnica de impresión directa utiliza cinta adhesiva transparente para recolectar desechos de la superficie de la piel. Aunque rápido, este método necesita practica para establecer que es "normal."

 La cinta se presiona con el lado adhesivo hacia abajo sobre la piel (Fig. 1-21).

Figura 1-21. La cinta se presiona por el lado pegante sobre la piel afectada.

 Luego, se presiona (de nuevo con el lado adhesivo hacia abajo) sobre una gota de azul de metileno o tinción azul de DiffQuick sobre una lámina (Fig. 1-22).

Figura 1-22. Se presiona luego con el lado pegante hacia abajo sobre una gota de azul de metileno sobre una lámina.

 La cinta sirve como cubreobjeto: La lámina puede ser evaluada aún bajo aceite de inmersión (con una pequeña gota de aceite colocada directamente encima de la cinta)

 Esta técnica es especialmente útil para la evaluación de Malassezia. Otros elementos de interés que pueden ser identificados incluyen células inflamatorias tales como neutrófilos (los cuales pueden haber pasado a través de la epidermis en respuesta a una infección superficial), células epiteliales nucleadas (lo cual no es normal y reflejan una anomalía de queratinización), cocos (bacterias esféricas), bacilos (bastones rectos), macrófagos, ácaros de Demodex de cuerpo pequeño, Cheyletiella y ocasionalmente ácaros de Sarcoptes.

Tinción

 Se puede utilizar una coloración de Wright modificada (por ejemplo, DiffQuick) para colorear las láminas secadas al aire. Es mucho más rápida y más fácil que la coloración de Gram y suficiente para evaluar casi todas las muestras citológicas de piel. Sin embargo, la coloración de Gram es igualmente adecuada.

Interpretación

 Las levaduras son con mayor frecuencia M. pachydermatis (Fig. 1-23), aunque ocasionalmente puede estar presente la Candida spp.

Figura 1-23. Malassezia pachydermatis sobre una preparación en cinta teñida con tinción azul DiffQuick (magnificación original x400).

 Los cocos son casi siempre Staphylococcus intermedius (Fig. 1-24). S. aureus o Streptococcos pueden encontrarse en algunos pacientes.

Figura 1-24. Bacterias sobre un frotis por impresión teñidas con DiffQuick (magnificación original x1000).

 Los organismos en forma de bastones, se encuentran sobre todo en los canales del oído y son casi siempre Pseudomonas aeruginosa o Proteus mirabilis (Fig. 1-25).

Figura 1-25. Bastones en un frotis de impresión obtenida de una otitis externa y teñida con DiffQuick (magnificación original x1000).

♣ El número de organismos es importante. Ocasionalmente las bacterias o levaduras probablemente no son relevantes. Sobre la piel, considero que una o más levaduras por campo a gran aumento (HPF por sus siglas en ingles) son relevantes; los cocos deben verse en gran número. En el oído infectado, las levaduras y bacterias típicamente se presentan en gran número; cualquier bastón presente es anormal. No equivocar contaminantes bacterianos exógenos con infección.

  Las células inflamatorias con organismos intracelulares son patognomónicas en una infección clínicamente relevante (Fig. 1-26).

Figura 1-26. Neutrófilos con cocos intracelulares (flecha) patognomónicos de infección bacteriana teñida con DiffQuick (magnificación original x1000).

 Los eosinófilos típicamente indican alergia o afección parasitaria de la piel.

!!! Las células neoplásicas pueden ser difíciles de reconocer de tal manera que se necesita la ayuda de un patólogo clínico. Aún con un alto grado de experiencia, las afecciones neoplásicas de la piel, no deben ser diagnosticadas exclusivamente por citología (con la excepción de los mastocitomas); una biopsia debe confirmar siempre cualquier sospecha planteada clínica y citológicamente.

 Si citológicamente se encuentran mastocitos (Fig. 1-27), se confirma el diagnóstico de mastocitoma, pero la completa extirpación quirúrgica debe confirmarse por histopatología. En algunos pacientes con mastocitomas, los gránulos de los mastocitos no tiñen rutinariamente con DiffQuick y por ello un resultado citológico negativo no puede descartar la mastocitosis.

Figura 1-27. Mastocitos en un aspirado de un mastocitoma felino teñido con DiffQuick (magnificación original x1000).

 Las células acantolíticas son queratocitos que han perdido sus conexiones intercelulares (desmosomas) y se presentan como células redondeadas con un citoplasma púrpura y un núcleo central púrpura oscuro (Fig. 1-28). Estas células sugieren pénfigo foliáceo o eritematoso, pudiéndose ver también en muestras citológicas de piodermas severos. Esta indicada una biopsia para confirmar el diagnóstico.

Figura 1-28. Células acantolíticas en un aspirado de una pústula intacta de un perro con pénfigo foliáceo, teñido con DiffQuick (magnificación original x1000).

♣ Recuerde que las infecciones por bacterias y levaduras son generalmente secundarias a otras afecciones, las cuales necesitan ser identificadas y tratadas para prevenir la recurrencia de la infección.

♣ La reevaluación citológica al final de la terapia antimicrobiana es crucial puesto que los organismos pueden cambiar durante el tratamiento. Por ejemplo, un perro que presenta inicialmente una infección bacteriana puede desarrollar una infección por levaduras durante el tratamiento antibacteriano exitoso, impidiendo la mejoría clínica y viceversa.

El tratamiento de las infecciones bacterianas y la terapia contra hongos se discuten en la Sección 3.

Raspado superficial de la piel

Indicaciones

Cualquier perro o gato con prurito o escamoso puede estar infestado con Cheyletiella spp., Otodectes cynotis, Scabies scabiei, o Notoedrescati y debe hacérsele raspado.

Técnica

 Si se sospecha de sarna, las áreas preferidas para el raspado son los hombros, corvejones y vientre. El borde de las orejas debe rasparse minuciosamente si se observa algún prurito o descamación en esta área. Alguna veces, la descamación es ligera y solo se hace evidente durante un examen detallado.

 Los sitios son rasurados suavemente con navajas #40. Los ácaros son difíciles de encontrar (especialmente los ácaros de la sarna canina), de tal manera que entre más grande sea el área raspada, se tendrá mayor oportunidad de obtener un raspado de piel positivo...

‡ Se aplican varias gotas de aceite mineral directamente sobre la piel rasurada y se distribuye uniformemente en el área.

 El aceite es raspado con una hoja de bisturí # 11 (Fig. 1-29) y transferido a una o más láminas de vidrio. Se raspa de 10 a 15 veces especialmente cuando se sospecha sarna canina.

Figura 1-29. Se utiliza una hoja de bisturí para raspar el aceite aplicado sobre la piel afectada y rasurada.

 Se utiliza un cubreobjeto para permitir una evaluación rápida y completa de los restos recolectados (Fig. 1-30) y se examinan la(s) lámina(s) sistemáticamente con bajo aumento (x40 o x100) del ángulo superior izquierdo al ángulo inferior derecho.

Figura 1-30. …y el aceite y los restos recogidos son y transferidos a una lámina.

Interpretación

El hallazgo de un ácaro o huevo de Sarcoptes spp., Notoedres cati, Cheyletiella spp., o Otodectes cynotis (Fig. 1-31, Fig. 1-32, and Fig. 1-33) es diagnóstico positivo como causa de afección de la piel. En los raspados negativos no debe descartarse la presencia de ácaros y la afección clínica, especialmente en sarna canina. La Cheyletiella spp., y Otodectes cynotis pueden no encontrarse en raspados de piel. El siguiente paso debe ser el proceso de tratamiento, posiblemente junto con otras pruebas diagnósticas tales como una dieta de eliminación para evaluar otras causas de prurito.

Figura 1-31.Acaros de Sarcoptes scabiei y los huevos obtenidos con un raspado superficial de la piel de un perro con sarna (magnificación original X40).

Figura 1-32. Cheyletiella parasitivorax (magnificación original x40).

Figura 1-33. Acaros y huevos de Otodectes cynotis (magnificación original x40). (Cortesía Dr. Peter Ihrke).

Raspados profundos de piel

Indicaciones

Debe hacérsele raspado a cualquier perro o gato con una posible demodicosis. De esta manera, todo paciente alopécico y todo paciente con pápulas, pústulas, costras y particularmente con pododermatitis interdigital, debe ser raspado en busca de demodicosis. Para un raspado profundo eficaz de la piel de las patas puede necesitarse sedación o anestesia general.

Técnica

‡ Puesto que los ácaros de Demodex canis y felis viven en el folículo piloso, es útil presionar la piel tan fuerte como lo tolere el paciente antes del raspado con el fin de sacar a los ácaros de la profundidad de los folículos.

♣ Se utilice una hoja recubierta con aceite mineral en dirección del crecimiento pelo hasta que se observe sangrado capilar (Fig. 1-34).

Figura 1-34. Para evaluar un paciente con demodicosis, el raspado debe ser profundo, hasta que se observe sangrado capilar. La piel debe ser presionada al máximo para maximizar la recolección de ácaros.

‡ Las patas y la cara son raspadas fuertemente, de tal manera que pueda ser útil el raspar las áreas eritematosas adyacentes a las pápulas y costras interdigitales para maximizar el material recolectado y minimizar el sangrado asociado con el raspado. Puede ser útil arrancar pelo de estas áreas; el pelo arrancado se coloca en una gota de aceite mineral sobre una lámina, con cubreobjeto y evaluarlo microscópicamente en busca de ácaros.

 Los raspados negativos o el depilado de pelos de las áreas interdigitales no descartan la pododemodicosis; puede ser necesaria una biopsia para confirmar o descarta el diagnóstico.

 Los Perros pastor ovejero ingles, los terrier Escocés y especialmente los Sharpei pueden producir resultados negativos a los raspados y puede ser necesario hacerles una biopsia para el diagnóstico. Aunque no ha sido documentado, se piensa que estas razas tienen folículos pilosos más profundos y tortuosos.

 El hallazgo de más de un ácaro debe considerarse como diagnóstico.

Interpretación

 Es importante calcular el número relativo de adultos (tanto vivos como muertos), de larvas y ninfas y huevos (Fig. 1-35) con bajo aumento (LPF, por sus siglas en ingles) y registrar el sitio de raspado. Durante las visitas consecutivas, la respuesta a la terapia efectuada es verificada basándose en la comparación de tales números, así que repetimos rutinariamente los raspados en los mismos sitios cuando monitoreamos casos de demodicosis.

El tratamiento de demodicosis se describe en la Sección 3.

Figura 1-35. Acaro de Demodex canis (A) y huevo (B) (magnificación original x100).

Examen con lámpara de Wood

Indicación

Cualquier perro o gato con posible infección con Microsporum canis debe ser examinado con la lámpara de Wood. Cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o costras pueden beneficiarse de este procedimiento.

Técnica

 La lámpara de Wood debe entibiarse por 5 minutos antes de utilizarse pues la estabilidad de la longitud de onda de la luz y la intensidad dependen de la temperatura.

 El animal se examina bajo la lámpara en cuarto oscuro.

♣ Los pelos invadidos por M. canis pueden mostrar una fluorescencia amarilla verdosa. Esta fluorescencia se presenta lo largo del tallo del pelo (Fig. 1-36), a diferencia de la fluorescencia discreta de escamas individuales ocasionales que puede verse en animales y humanos normales.

Figura 1-36. Florescencia verde del tallo del pelo durante el examen bajo la lámpara de Word en un gato infectado con M. canis.

 Algunos medicamentos, jabones y bacterias tales como la Pseudomonas aeruginosa pueden también producir fluorescencia pero usualmente no está asociada con los tallos del pelo.

Interpretación

Aproximadamente en el 50% de todas las infecciones con M. canis, la fluorescencia verdosa de los metabolitos de triptófano se ven bajo luz ultravioleta a 253.7 nm.

 La fluorescencia positiva es diagnóstico de dermatofitosis y el M. canis es por mucho el dermatofito fluorescente más común en medicina veterinaria. Otros dermatofitos pueden mostrar fluorescencia, pero estos no son relevantes en dermatología veterinaria.

♣ La ausencia de fluorescencia no debe descartar la dermatofitosis. Los siguientes pasos son el cultivo de hongos y/o la biopsia.

El tratamiento de dermatofitosis se esquematiza en la Sección 3.

Cultivo de hongos

Indicación

Esta indicado un cultivo de hongos en cualquier perro o gato con posible infección por hongos y por ello en cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o costras.

Técnica

 Deben tomarse pelos y escamas del borde de la lesión (preferiblemente aquellos que fluorescan bajo la lámpara de Wood) (Fig. 1-37).

Figura 1-37. Los pelos y escamas de los bordes de las lesiones de piel son los elegidos para el cultivo de hongos.

 Si las lesiones no están bien circunscritas o si se sospecha de un portador asintomático, recomiendo el método McKenzie del cepillo de dientes. En esta técnica, el pelo es cepillado con un cepillo de dientes estéril (cualquier cepillo de dientes nuevo en una caja sellada está lo suficientemente estéril micológicamente). Las escamas y los pelos desprendidos recolectados en el cepillo de dientes son colocados suavemente en agar. (Fig. 1-38).

Figura 1-38. El contenido de un cepillo de dientes es transferido a un medio de cultivo para hongos después de utilizar la técnica McKenzie del cepillo de dientes.

 El medio agar Sabouraud es el medio para cultivo de hongos más común. En la práctica se usa frecuentemente el medio de prueba para dermatofito (DTM). El DTM es esencialmente un agar Sabouraud con indicador de color e ingredientes adicionados que inhiben el sobrecrecimiento de saprofitos y bacterias.

‡ Después de ser inoculado, la caja de cultivo debe ser incubada entre 25°C y 30°C con 30% de humedad, o en un rincón oscuro y calientito, sin cerrar la tapa de rosca completamente hasta abajo.

 Los cultivos deben ser incubados durante 2 a 3 semanas y ser evaluados diariamente.

Interpretación

♣ El cambio de pH (y el consiguiente cambio de color) que ocurre con el crecimiento de las colonias indica dermatofitos (Fig. 1-39). Estos hongos utilizan proteína y producen metabolitos alcalinos los cuales cusan el cambio de pH y color. Es imperativo que el cambio de color se observe coincidencialmente con el desarrollo de la colonia. Los cambios de color ocurren también en asociación con colonias saprofitas maduras (por ejemplo grandes). Inicialmente los saprofitos utilizan carbohidratos. Una vez que todos los carbohidratos han sido utilizados y la colonia ya ha crecido (Fig. 1-40), los saprofitos buscan las proteínas y cambian rápidamente de color y pH con los subsiguientes metabolitos alcalinos (Fig. 1-41). Puede ser imposible el distinguir a simple vista, si es un hongo patológico o saprofito, si se trata de una colonia madura con una pigmentación roja significativa, comparada con el agar sobre el cual se encuentra y que la rodea.

Figura 1-39. Un cultivo de dermatofitos cambia el color del medio de prueba de dermatofitos en los estados tempranos de crecimiento.

Figura 1-40. Una colonia saprofita grande antes del cambio de color.

Figura 1-41. La colonia saprofita de la Fig. 1-40 24 horas después.

 Siempre verifique la colonia microscópicamente en busca de macroconidias características. La cinta adhesiva transparente se imprime suavemente sobre el cultivo (con el lado adhesivo hacia abajo) y luego se deja sobre una gota de azul de metileno o coloración azul DiffQuick (también con el lado adhesivo hacia abajo) sobre una lámina de microscopio y se evalúa bajo microscopio. La superficie de la cinta adhesiva actúa como su propio cubreobjeto. Si es necesario, se coloca una gota de aceite para microscopio directamente sobre la superficie de la cinta.

‡ El Microsporum canis crece como una colonia blanca lamosa con un pigmento amarillento al reverso (el cual puede ser difícil de evaluar si se cultiva en DTM). Microscópicamente se ven abundantes macroconidias en forma de huso con protuberancias en los extremos terminales y típicamente con más de seis compartimentos internos. (Fig. 1-42).

Figura 1-42. Hifas y macroconidia de Microsporum canis.

‡ El M. canis es un hongo zoofílico y los pacientes típicamente fueron infectados por otro animal o humano. Los humanos y otros animales en contacto con el paciente están en riesgo de desarrollar la infección o pueden ser portadores asintomáticos y necesitan ser evaluados cuidadosamente y posiblemente deban ser tratados.

 El M. gypseum crece en un cultivo granular beige con un pigmento amarillento al reverso y tiene una macroconidia equinulada de pared delgada con menos de de seis compartimentos internos (Fig. 1-43). El M. gypseum es un hongo geofílico que se adquiere por exposición a suelos contaminados y de esta manera tiene un potencial zoonótico limitado.

Figura 1-43. Hifas y macroconidias de Microsporum gypseum.

 El Trichophyton mentagrophytes crece en colonias de textura y color variable que tiene como característica unas pocas macroconidias en forma de cigarro y microcinidias globosas (Fig. 1-44). Los huéspedes típicos del T. mentagrophytes son los roedores y los humanos; las infecciones están asociadas generalmente con la exposición a estos huéspedes o su medio ambiente inmediato.

Figura 1-44. Hifas y microconidia de Trichophyton mentagrophytes.

Ver la Sección 3 para el tratamiento de dermatofitosis.

Tricograma

Indicación

Los tricogramas pueden ser útiles en cualquier animal alopécico así como también en animales sospechosos de dermatofitosis y pápulas, pústulas o costras asociadas.

Técnica

 Se utilizan unas pinzas para arrancar fuertemente los pelos de la piel afectada (Fig. 1-45).

 Los pelos son colocados sobre una lámina y se evalúa con bajo aumento. Generalmente uso aceite mineral y cubre objeto para prevenir que la muestra de pelo se vuele sobre la mesa en vez de permanecer bajo el microscopio (Fig. 1-46).

Figura 1-45. Se utilice una pinza para jalar los pelos de la piel afectada, para hacer un tricograma.

Figura 1-46. Los pelos son colocados en aceite sobre una lámina bajo un cubreobjeto.

Interpretación

El tricograma se hace por diversas razones:

 Para determinar cuantos pelos están en fase telógena (o en reposo) versus fase anágena (o en crecimiento) (en muda o si se sospechan problemas endocrinos). Esto requiere práctica! Los bulbos de la fase anágena son redondeados, lisos, brillantes, relucientes y suaves de tal manera que la raíz pueda doblarse (Fig. 1-47). Los bulbos telógenos tienen forma de cachiporra o lanza con una superficie áspera (Fig. 1-48). Una muestra con pelos exclusivamente o en su mayoría telógenos apunta hacia un desorden endocrino o detención folicular.

Figura 1-47. Bulbos anágenos en un tricograma de un perro normal (magnificación original x100).

Figura 1-48. Bulbo telógeno en un tricograma de un perro con hiperadrenocortisismo (magnificación original x100).

 Para determinar si un gato o perro produce pérdida de pelo por lamido o frotación, o si el pelo se cae por alguna otra razón. Si el animal tiene prurito y se lame hasta arrancar el pelo, la punta de los pelos esta rota (Fig. 1-49). Cualquier trauma del cuerpo del pelo, tal como sucede en la dermatofitosis o en el efluvio anágeno, también causar pelos con las puntas rotas. Si el pelo se cae por otras razones, las puntas están ahusadas (Fig. 1-50).

Figura 1-49. Las puntas del pelo están rotas en un gato alopécico con dermatitis atópica (magnificación original x100).

Figura 1-50. Punta del pelo ahusada en un perro con hiperadrenocortisismo (magnificación original x100).

 Los tricogramas se emplean rutinariamente en dermatología humana para evaluar alopecias, pero su utilidad en dermatología veterinaria no ha sido explorada en forma detallada y es obstaculizada por las marcadas variaciones en las características raciales.

♣ Un tricograma es más útil para determinar si los gatos calvos que presentan una historia de alopecia "no pruriginosa" son realmente "lamedores de armario" o acicaladores escondidos (en cuyo caso la punta del pelo estará fracturada) o si el pelo se cae debido a efluvio telógeno o, muy raramente, por razones hormonales.

♣ Los tricogramas pueden ser usados para diagnosticar demodicosis canina. Si los ácaros se encuentran microscópicamente, el diagnóstico se confirma. Sin embargo, si no hay presencia de ácaros, la demodicosis no puede ser descartada!

♣ El tricograma puede ayudar también para diagnosticar "la alopecia diluida de color". En esta afección, la melanina en el tallo del pelo está presente en grandes grumos en lugar de estar finamente dispersa como en el pelo pigmentado normalmente.

Biopsia

Indicación

 Debe hacerse una biopsia en cualquier piel que le parezca inusual al clínico.

 Una biopsia también debe considerarse si las lesiones no responden apropiadamente a la terapia empírica apropiada.

 Los nódulos son posiblemente neoplásicos y debe hacérseles biopsia.

 Si se sospecha de la presencia de cualquier afección para la cual el tratamiento es caro y/o pone en peligro la vida, esta debe ser confirmada histopatológicamente.

 Una de las razones principales para efectuar una biopsia de piel es el descartar a otros diagnósticos ("Pienso que es una alergia pero….."). En tal situación, el informe de la biopsia de "dermatitis hiperplásica crónica con infiltración mononuclear perivascular" por lo menos ha descartado a los agentes infecciosos comunes y dermatosis inusuales. Un diagnóstico con apoyo patológico interpretado en unión con las impresiones clínicas pueden ser igual de útiles que el diagnóstico de confirmación.

Técnica

Selección del sitio

 La selección del sitio requiere un examen cuidadoso de todo el animal para tomar las muestras más representativas, la identificación de las lesiones primarias o secundarias presentes y la creación de una lista de diagnósticos diferenciales antes de la biopsia.

♣ Con la excepción de un nódulo solitario, nosotros recomendamos tomar varias muestras de tejido. Estas deberían incluir lesiones primarias si están presentes, incluyendo un rango representativo de lesiones, y además de todo, deben tomarse y manejarse cuidadosamente. Una muestra normal de piel con pelo también debería incluirse.

 Debe hacerse biopsia de las lesiones despigmentadas en un área de despigmentación activa (color gris), en vez de en la fase terminal (color blanco o rosado)

 Debe hacerse biopsia de la alopecia en el centro de la peor área al igual que en áreas de unión y normales.

 No deben hacerse biopsias de úlceras ni erosiones. No hay que esperar que un patólogo sea capaz de describir en forma más específica "una úlcera" si hace biopsia de una úlcera o "erosión costrosa" si se selecciona un área excoriada.

Preparación del sitio

 Con excepción de la biopsia incisional de los nódulos, no se emplea la preparación quirúrgica del sitio. Aún la aplicación tópica de alcohol y el secado al aire puede alterar la epidermis.

‡ Si hay presencia de costras, estas debe dejarse sobre la piel. Si estas son desalojadas accidentalmente estas deben ser colocadas en formalina y se debe añadir una nota "por favor corte en la costra" en el formulario de solicitud. Las costras pueden contener microorganismos o células acantolíticas que pueden ayudar a obtener el diagnóstico. La infección como resultado de una ausencia de preparación quirúrgica no parece ser un problema.

Biopsia excisional o incisional vs. biopsia de perforación

 Hay dos técnicas de biopsia utilizadas comúnmente en medicina veterinaria - la biopsia incisional y la biopsia de perforación. La segunda se emplea corrientemente como una técnica de extirpación cuando se quitan nódulos solitarios. También está indicada para vesículas (las cuales son típicamente más frágiles para sobrevivir a la biopsia de perforación sin que se rompan), en casos sospechosos de paniculitis (en la cual la suficiente profundidad de la biopsia no puede lograrse con la punción) y cuando se biopsia el extremo de una lesión en forma de huso (lo cual permite la orientación correcta de la lesión en el laboratorio donde las lesiones en forma de huso se cortan siempre longitudinalmente).

 La biopsia de perforación es rápida, relativamente atraumática y generalmente se emplea cuando se sospecha de dermatosis infecciosa, inflamatoria y endocrina. Los instrumentos desechables para la biopsia de perforación están disponibles en varios tamaños. Estos pueden ser esterilizados al frío y utilizados nuevamente.

‡ Con excepción de la biopsia de cara y patas, se debe utilizar un instrumento de 8 mm. Se emplean los instrumentos de perforación más pequeños con un diámetro de 4 o 6 mm para biopsias de cara y pie. Los instrumentos de perforación muy pequeños (por ejemplo 2 a 3 mm) no son útiles en la práctica de pequeños animales con excepción de biopsias de párpado.

 Se rasura la capa de pelo y se quita suavemente y el sitio donde se hará la biopsia se delimita con un marcador a prueba de agua (Fig. 1-51). Si hay presencia de costras, puede ser menos traumático usar tijeras.

Figura 1-51. El sitio de la biopsia se rasura suavemente y se delimita con un marcador a prueba de agua.

‡ La anestesia general está indicada en la biopsia nasal y de los cojines plantares. Yo utilizo una combinación de ketamina a 5 mg/kg de peso vivo y diazepan a 0.25 mg/kg de peso vivo administrado intravenosamente en una misma jeringa. No es necesaria mayor preparación. Si la biopsia se efectúa bajo restricción manual o mediante sedación (yo utilizo xilacina a 0.4 mg/kg o medetomidina a 10 mcg/kg intravenosamente), entonces una inyección subcutánea de xilocaina (o menos irritante aún, la prilocaina) sin adrenalinageneralmente proporcionará una anestesia local adecuada (Fig. 1-52). Si el agente es administrado subcutáneamente con la aguja con la punta de la aguja por fuera del área de la biopsia, no debería haber disrupción de la biopsia.

Figura 1-52. El anestésico local se inyecta subcutáneamente.

!!! No sobredosificar animales pequeños con lignocaina (> 1ml /5kg) puesto que esto puede causar arritmias cardíacas.

‡ Dejar 3 a 5 minutos para que la anestesia local haga efecto.

 Si se utiliza la biopsia por punción, esta se sostiene en ángulo recto a la superficie de la piel y se coloca suavemente sobre la lesión seleccionada (Fig. 1-53). Se aplica presión firme continua y la punción se rota en una sola dirección (tome nota!!) hasta que se logre una profundidad suficiente para liberar a la dermis alrededor de su unión. Se retira la punción y se seca cuidadosamente cualquier sangrado.

Figura 1-53. El instrumento de perforación se coloca verticalmente sobre la superficie y se hace rotación en una sola dirección.

 La sección de tejido es sujetada por su base - la cual debe ser panículo subyacente - y la unión subcutánea se corta (Fig. 1-54). Bajo ninguna circunstancia debe sujetarse la dermis o epidermis con pinzas puesto que esto conduce a un "artefacto aplastado". El tejido aplastado puede ser malinterpretado como cicatriz en el mejor de los casos y en el peor caso se vuelve una muestra sin valor. El tejido es enrollado en gasa para secar suavemente la sangre de su superficie. Una muestra delgada se coloca con la cara panicular hacia abajo - sobre una pieza de cartón rígido o un pedazo de abate lenguas (Fig. 1-55). Esto previene que los bordes del tejido se curven cuando se coloca en formalina optimizando la interpretación por el patólogo. Las muestras gruesas pueden colocarse en formalina sin tales soportes.

Figura 1-54. La muestra es quitada sujetando su base con una pinza y cortándola.

Figura 1-55. Si la muestra de la biopsia es delgada, esta se coloca sobre un cartón o abate lenguas antes de colocarla en formalina.

 La unidad de tejido y cartón se coloca en formalina al 10% (con el lado de tejido hacia abajo) y se deja fijar por varias horas antes de seccionarlo. El volumen requerido de formalina es de por lo menos 10 veces el volumen de la muestra. Los nódulos deben ser seccionados en pedazos de 1 cm de grosor para permitir la adecuada penetración de la formalina al centro de la lesión.

Como remitir las muestra de biopsia

‡ Para aumentar las posibilidades de recibir un reporte que sea diagnóstico, es importante el completar cuidadosamente los formularios apropiados para solicitar el examen de la biopsia de la piel, incluyendo la historia clínica y el examen físico.

‡ Es importante una lista de diagnósticos diferenciales en cualquier caso clínico pero es esencial en pacientes dermatológicos. La seborrea o tractos de drenaje pueden ser el resultado de un amplio rango de procesos de enfermedad. Esta lista es importante para que el clínico este seguro que el o ella ha considerado todas las opciones y ha obtenido tanta información como sea posible tanto de la mascota como del propietario ya antes de tomar la biopsia. Es igualmente importante para el patólogo y puede ayudar en la elección de la tinción especial para descartar o confirmar afecciones inusuales.

Pruebas de suero para alergenos específicos IgE

Indicación

Es útil si el propietario de un perro o gato atópico diagnosticado por la historia, el examen clínico y el descarte de diagnósticos diferenciales, tiene curiosidad sobre cual es la causa del problema o está interesado en la inmunoterapia del alergeno específico.

Interpretación

 Están disponibles varias pruebas séricas. Las técnicas de laboratorio han mejorado con los años y las pruebas de suero han llegado a ser una alternativa par alas pruebas intradérmicas para muchos de los profesionales en pequeños animales. Sin embargo, las pruebas varían en sensibilidad y especificidad de tal manera que es importante la selección cuidadosa de la prueba apropiada.

 Es prudente hacer la prueba para alergenos individuales en lugar de grupos de alergenos para evitar la inmunoterapia con alergenos inapropiados. Es imposible decir cual de los alergenos en particular del grupo que reaccionó, es el que esta involucrado en el proceso de la enfermedad.

 Los resultados necesitan ser interpretados a la luz de la historia clínica de un paciente. Un perro con reacción positiva solamente al polen del pasto y con historia clínica de prurito no estacional durante años a una temperatura ambiente como el de Inglaterra o Canadá, es muy probable que no aproveche la inmunoterapia de alergenos específicos.

 Yo aún considero la prueba intradérmica de piel como mi primera elección para la identificación de alergenos responsables en dermatitis atópica por varias razones: 1.- Se utilizan más alergenos en la prueba de piel que en las pruebas de suero, 2.- La pieles el órgano afectado y por lo tanto parece lógico hacer la prueba del órgano afectado; 3.- Es invaluable para el profesional con experiencia limitada en este campo, la opinión de un dermatólogo veterinario en cuanto a la interpretación de los resultados de la prueba y el manejo del paciente con inmunoterapia de alergenos específicos.

Cultivo bacteriano

Los cultivos bacterianos se emplean con poca frecuencia en dermatología veterinaria. La mayoría de las afecciones bacterianas de la piel son causadas por Staphylococcus intermedius. Si los cocos se identifican citológicamente, la terapia antibacteriana empírica es suficiente en la mayoría de los pacientes.

Indicación

 La terapia empírica en dosis apropiadas por un tiempo apropiado no ha logrado resolver la pioderma (las lesiones están aún presentes y la citología aún revela cocos).

 Numerosas bacterias en forma de bastón son identificadas en las muestras citológicas de los canales auditivos. Estos organismos juegan rara vez un papel importante en las infecciones cutáneas de los pacientes que clínicamente no responden a la terapia empírica.

Procedimiento

 Los frotis son tomados de los canales auditivos como se describió en las muestras para citología.

 Los aspirados de pústulas intactas son útiles en pacientes con pioderma superficial.

♣ Los frotis de la superficie de la piel para el cultivo de organismos de pacientes con pioderma profundo no son convenientes. Las muestras son tomadas de manera similar a la que se utiliza en biopsias bajo condiciones asépticas (lavado de la superficie de la piel y la utilización de instrumentos y guantes estériles). La mitad superior de la muestra de tejido con la epidermis y el pelo se corta y la mitad inferior se introduce en un recipiente estéril colocado sobre una compresa de gasa estéril empapada en solución salina estéril para cultivo de macerado. Esto previene el sobrecrecimiento en el cultivo de bacterias superficiales no relevantes a la infección profunda

‡ Cada muestra para cultivo y sensibilidad debe estar acompañada por un examen citológico y los resultados del cultivo deben ser interpretados en relación a los hallazgos citológicos.

Prueba del parche

Esta es la prueba de elección para confirmar la alergia por contacto. En la prueba clásica de parche, la sustancia de prueba se aplica sobre la piel intacta (se recomienda rasurar 24 horas antes, para minimizar cualquier confusión debido al rasurado en un individuo sensible), cubierto con una sustancia impermeable y fijada. Están disponibles los estuches de prueba en humanos (Fig. 1-56). Alternativamente, puede rasurarse un área y aplicar una cinta adhesiva en un área dispuesta como en un tablero de juego dejando dos, cuatro o seis espacios de piel desnuda rodeada por áreas cubiertas por la cinta (Fig. 1-57). Luego se colocan los antígenos individuales sobre los parches desnudos y se fijan con la cinta. Puede ser necesario cortar material fresco en pequeños pedazos y aplicarlos a la piel con ayuda de un gel oftálmico lubricante. Sobre esta área se aplica un vendaje completo sobre el tronco (y se fija alrededor del cuello también) para evitar que el vendaje y los alergenos se muevan (Fig. 1-58). Después de 2 días, se quita el parche y se observan las reacciones. Después de quitar el vendaje y los alergenos, las áreas individuales se marcan con un marcador permanente (para hacer posible una segunda evaluación 24 horas después). Ninguna reacción recibe la calificación de 0; eritema recibe 1+; eritema y edema o induración recibe 2+; y eritema y vesiculación recibe 3+.

Figura 1-56. Estuche de prueba de humanos en un perro. (Cortesía del Dr. Thierry Olivry).

Figura 1-57. Utilizando prueba del parche.

Figura 1-58. Vendaje completo recubriendo el sitio de la prueba del parche.

Las últimas dos reacciones son consideradas significativas. Debería entonces reaplicarse el vendaje (sin cinta ni alergenos) para evitar el auto trauma y quitar el vendaje 24 horas después para hacer una segunda evaluación. La verdadera alergia por contacto se caracteriza por una reacción retrazada que persiste o incrementa durante estas 24 horas sin que el alergeno esté sobre la piel.

Si no se presenta ni eritema ni vesiculación, la reacción del día anterior fue probablemente causada por un irritante en vez de que se trate de una dermatitis alérgica. Los esteroides tópicos o sistémicos deben ser retirados durante 3 a 6 semanas antes de la prueba.

En la prueba de parche abierto, el alergeno es frotado sobre un sitio de prueba de piel normal marcado y después es examinado diariamente durante un período de 5 días. Similarmente, las reacciones consisten de eritema leve y edema. La técnica es conveniente solamente para alergenos líquidos o de plantas (en los cuales se usan las hojas molidas). Se utiliza comúnmente un área con pelo espaciado no afectada clínicamente, tal como el muslo medial o el pabellón interno de la oreja.