Identification de métabolites sanguins discriminant les survivants et non-survivants de la myopathie atypique des équidés

Comité d’éthique : toutes les procédures de cette étude sont en accord avec les recommandations nationale et internationale pour le bien-être animal. Vu que la procédure fait partie de la pratique vétérinaire de routine pour établir un diagnostic et prévenir la MA, un numéro d’agrément n’était pas requis. Les propriétaires ont donné leur consentement éclairé pour que leurs chevaux soient inclus dans cette étude.
Financements : Clovis P. Wouters et Justine Fortier-Guillaume ont reçu un financement de Pommier-Nutrition. Clovis P. Wouters, Marie-Pierre Toquet et Éric A. Richard ont reçu un financement de LABÉO, pôle d’analyse et de recherche de Normandie. Pascal De Tullio et Dominique-Marie Votion ont reçu un financement de la Wallonie agriculture SPW (Service public de Wallonie; Belgium) grant D31-1381/S1 – SAMA and IFCE (Institut Français du Cheval et de l’Équitation ; France) grant CS-2020-007 (maladies du pâturage). Christel Marcillaud-Pitel a reçu un financement du RESPE, réseau d’épidémiosurveillance en pathologie équine. Pascal De Tullio est directeur de recherche pour le Fond National de la Recherche Scientifique (FNRS).
Conflit d’intérêt
Tous les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêt.

La myopathie atypique (MA) est une rhabdomyolyse sévère affectant les chevaux pâturant. La MA est causée par l’ingestion de toxines (i.e. l’hypoglycine A [HGA] et la méthylène–cyclopropyle-glycine [MCPrG]) produites par certaines espèces de la famille des sapindaceae dont l’érable sycomore (Acer pseudoplatanus) et l’érable negundo (Acer negundo). Une fois ingérées, l’HGA et la MCPrG sont métabolisées en composés toxiques (i.e. méthylène- cyclopropyle-acétate-coenzyme A [MCPA-CoA] et méthylène-cyclopropyle-formyle-CoA [MCPF-CoA]) perturbant le métabolisme des lipides¹. Le taux de létalité est compris entre 61 et 74%^2,3.

L’objectif de l’étude était d’identifier des métabolites sanguins à finalité pronostique pour la MA. À cette fin, le métabolome sanguin de sérums de chevaux survivants (n=8) et non-survivants (n=25) de la MA a été déterminé par métabolomique non-ciblée en chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse haute résolution. Les chevaux inclus dans cette étude ont été échantillonnés en France entre 2013 et 2018 grâce aux vétérinaires sentinelles du Réseau d’Épidémio- Surveillance en Pathologie Équine (RESPE).

Le diagnostic de MA a été confirmé par la présence du méthylène-cyclopropyle-acétate (MCPA)- carnitine, reflet sanguin du métabolite toxique (i.e. MCPA-CoA). L’abondance relative de la taurine, carnosine, créatine, allantoïne et le palmitoyl- carnitine était discriminante entre les deux groupes (Figure 1). La plupart de ces métabolites pourraient être associés au processus de rhabdomyolyse en cours. De façon plus précise, la taurine et la carnosine pourraient refléter respectivement la destruction musculaire des fibres de type I et II⁴. La MA affecte préférentiellement les fibres musculaires de type I⁵. Dès lors, ces deux marqueurs pourraient s’avérer plus spécifiques que le dosage de la créatine kinase couramment utilisé pour objectiver la rhabdomyolyse. Néanmoins, ces résultats ont été obtenus en utilisant une méthode semi-quantitative et devront être confirmés par une méthode quantitative sur une autre population. En conclusion, le dosage de la taurine et de la carnosine pourrait en fin de compte aider les vétérinaires de terrain dans leur prise en charge de terrain de la MA en contribuant au pronostic.

Les auteurs remercient tous les vétérinaires sentinelles du RESPE et propriétaires de chevaux affectés pour leur collaboration.

Références :

1. K. Melde, S. Jackson, K. Bartlett, H. Sherratt, and S. Ghisla. Metabolic consequences of methylenecyclopropylglycine poisoning in rats. Biochem. J, 274:395–400, 1991. ISSN 0306- 3275.
2. G. van Galen, C. Marcillaud Pitell, C. Saegerman, F. Patarin, H. Amory, J. D. Baily, D. Cassard, V. Gerber, C. Hahn, P. Harris, J. A. Keen, N. Kirschvink, L. Lefere, B. McGorum, J. M. V. Muller, M. T. J. E. Picavet, R. J. Piercy, K. Roscher, D. Serteyn, L. Unger, J. H. van der Kolk, G. van Loon, D. Verwilghen, C. M. Westermann, and D. M. Votion. European outbreaks of atypical myopathy in grazing equids (2006–2009): Spatiotemporal distribution, history and clinical features. Equine Veterinary Journal, 44(5):614–620, 2012a.
3. S. Gonzalez-Medina, J. L. Ireland, R. J. Piercy, J. R. Newton, and D. M. Votion. Equine atypicalmyopathy in the uk: Epidemiological characteristics of cases reported from 2011 to 2015 and factors associated with survival. Equine Veterinary Journal, 49(6):746–752, 2017.
4. Dunnett, M., & Harris, R. C. (1995). Carnosine and taurine contents of type I, IIA and IIB fibres in the middle gluteal muscle. Equine Veterinary Journal, 27(S18), 214–217.
5. Cassart, D., Baise, E., CHEREL, Y., Delguste, C., ANTOINE, N., Votion, D., Amory, H., Rollin, F., Linden, A., Desmecht, D. (2007). Morphological alterations in oxidative muscles and mitochondrial structure associated with equine atypical myopathy. Equine Veterinary Journal, 39(1), 26–32.